Ana Carla dos Santos Wanderley
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UNIVERSIDADE FEDERAL DE ALAGOAS
INSTITUTO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS E DA SAÚDE
Programa de Pós-Graduação em Diversidade Biológica e Conservação nos
Trópicos
ANA CARLA DOS SANTOS WANDERLEY
EFEITOS DO INSETICIDA SULFOXAFLOR E DA SUA FORMULAÇÃO COMERCIAL
NO DESENVOLVIMENTO EMBRIO-LARVAL DO ZEBRAFISH (Danio rerio)
MACEIÓ - ALAGOAS
Julho de 2025
ANA CARLA DOS SANTOS WANDERLEY
EFEITOS DO INSETICIDA SULFOXAFLOR E DA SUA FORMULAÇÃO COMERCIAL
NO DESENVOLVIMENTO EMBRIO-LARVAL DO ZEBRAFISH (Danio rerio)
Dissertação/Tese apresentada ao Programa de PósGraduação
em
Diversidade
Biológica
e
Conservação nos Trópicos, Instituto de Ciências
Biológicas e da Saúde. Universidade Federal de
Alagoas, como requisito para obtenção do título de
Mestre/Doutor em CIÊNCIAS BIOLÓGICAS, área de
concentração em Conservação da Biodiversidade
Tropical.
Orientador: Prof. Dr. Lázaro Wender Oliveira de
Jesus
Co-orientador: Prof. Dr. Robson Guimarães dos
Santos
MACEIÓ - ALAGOAS
Julho/2025
Catalogação na fonte
Universidade Federal de Alagoas
Biblioteca Central
Divisão de Tratamento Técnico
FICHA CATALOGRÁFICA
:
AGRADECIMENTOS
À minha mãe, Mariângela, por todo carinho e apoio incondicional, por ser o ombro
que sempre procuro em dias difíceis, por todas às vezes que acreditou em mim e por ter
sido mais tantas o meu porto seguro. Estarei com a senhora sempre, ainda que
fisicamente distante. Ao meu pai, Rogério, por ter me ensinado o valor da coragem para
ir mais longe, pelas palavras de incentivo para que eu fosse atrás do que eu desejasse. À
ambos, obrigada por, debaixo de muito sol, terem me feito chegar até aqui.
À minha irmã Julia, que é o maior alicerce da minha vida e a minha melhor amiga.
Obrigada por toda a troca que temos, por continuar presente na vida dos nossos pais para
que eu pudesse ir mais longe, e por sempre acreditar em mim. Você é brilhante. Eu te
amo e te admiro infinitamente. Para sempre a minha jujuba vermelha.
À minha família, em especial aos meus avós (in memoriam), por todo carinho e
apoio, e às minhas tias, Marielvys, Marilene, Every, Ariana e Luiza (in memoriam) por
sempre serem exemplos como profissionais e como pessoas. Admiro todas vocês.
Obrigada por todos os abraços, por terem sido tantas vezes meu refúgio em dias difíceis,
e por me ensinarem o valor das minhas raízes. À minha prima Maria Eduarda, pela infância
e pelos sonhos compartilhados e pelas lembranças que me acompanham sempre.
Aos amigos que conheci na Universidade Federal de Alagoas que acompanharam
a pós-graduação e a tornaram mais leve. Aos meus amigos e integrantes do LABSET,
Roberto, Elton e Ana, obrigada pelas risadas, pelo apoio, e pelos momentos de desespero
(rs). Sou muito grata por compartilhar o trabalho e a vida com vocês.
Aos amigos que a vida trouxe, em especial Morgana, Bianca, Kalênia, Gabriel e
Mário, que fizeram parte de todas as fases, que me ouviram centenas de vezes e sempre
tornaram tudo melhor. Obrigada por tudo! Amo vocês. E também aos amigos que fiz em
terras botucatuenses, em especial Rian, Cláudia, Cristina e Janaína, por todos os
momentos que tornaram a vida aqui a melhor possível.
Ao meu orientador Prof. Dr. Lázaro Wender Oliveira de Jesus, pela confiança, pelos
conselhos e por todo o tempo dedicado. Obrigada por ser um exemplo como profissional.
Guardarei com carinho todo esse período que integrei o laboratório.
Aos membros da banca de qualificação e de defesa, prof. Dra. Tamí Mott, Dr.
Guilherme Malafaia, Dr. Flávio Rodrigues, Dr. Thiago Rocha e Dr. Felipe Farias, pelo
tempo dedicado na correção da dissertação e do artigo, assim como por todas as
considerações apontadas.
À UFAL, ao ICBS e ao Programa de pós-graduação em Diversidade Biológica e
Conservação nos Trópicos (DIBICT), por terem permitido a realização do sonho do
mestrado, assim como aos professores e à Juliene, por toda disponibilidade e assistência.
Também à Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de Alagoas (FAPEAL) pela
concessão da bolsa de mestrado.
Ainda, à Universidade Estadual Paulista (UNESP) e ao Instituto de Biociências de
Botucatu (IBB) por ter permitido a execução de grande parte deste projeto. Ao Prof. Dr.
Rafael Henrique Nóbrega do DBEF/IBB pelo compartilhamento do biotério de zebrafish e
demais equipamentos.
“Todo caminho da gente é resvaloso.
Mas também, cair não prejudica demais – a
gente levanta, a gente sobe, a gente volta!
O correr da vida embrulha tudo, a vida é
assim: esquenta e esfria, aperta e daí
afrouxa, sossega e depois desinquieta. O
que ela quer da gente é coragem.”
João Guimarães Rosa
(em Grande Sertão Veredas)
RESUMO
O uso intensivo de agrotóxicos na agricultura moderna, aliado à escassez de dados sobre
os efeitos de novas substâncias químicas em organismos não-alvo, representa uma
ameaça crescente à biodiversidade aquática, sobretudo em ecossistemas tropicais.
Dentre os diversos compostos empregados, destaca-se o inseticida sulfoxaflor (SFX),
recentemente introduzido no mercado como uma alternativa aos neonicotinóides e
aplicado no controle de insetos sugadores de seiva da ordem Hemiptera. Este composto
tem atraído crescente atenção devido à sua ampla aplicação, à toxicidade em organismos
não-alvo e à sua capacidade de alcançar ambientes aquáticos por deriva, lixiviação e
escoamento superficial. Diante desse cenário, o presente estudo teve como objetivo
investigar os efeitos ecotoxicológicos do SFX sobre o desenvolvimento embriolarval de
zebrafish (Danio rerio), utilizando tanto o ingrediente ativo (i.a.) isolado quanto uma
formulação comercial disponível no mercado brasileiro (Verter ®, Corteva Agriscience®). O
estudo experimental foi conduzido por meio de ensaios de toxicidade com exposição semiestática por 96 horas, utilizando concentrações crescentes de SFX e avaliando
parâmetros letais e subletais, incluindo mortalidade, taxa de eclosão, frequência de
teratogenias, contrações espontâneas, frequência cardíaca e alterações morfológicas. Os
resultados demonstraram que o i.a. puro não promoveu mortalidade significativa nem
interferiu na taxa de eclosão nas concentrações testadas. No entanto, observou-se uma
redução significativa na frequência de contrações espontâneas e no número de
batimentos cardíacos a partir da concentração de 400 µg/L, evidenciando efeitos neuro e
cardiotóxicos. Em contrapartida, a formulação comercial apresentou um perfil de
toxicidade mais pronunciado, induzindo alterações nos parâmetros subletais mesmo nas
menores concentrações avaliadas, tais como aumento da frequência cardíaca,
manifestações neurotóxicas e uma variedade de alterações morfológicas. Tal resultado
sugere que, sob as condições experimentais adotadas e nas concentrações testadas, os
aditivos presentes na formulação exerceram um maior potencial de toxicidade sobre os
parâmetros fisiológicos e morfológicos analisados em embriões e larvas de zebrafish. Este
estudo reforça a importância de considerar as formulações comerciais nos testes
ecotoxicológicos e fornece subsídios para políticas públicas e estratégias de manejo
ambiental mais efetivas, em consonância com os Objetivos de Desenvolvimento
Sustentável (ODS 3, 6, 12 e 14).
Palavras-chave:
Biomarcadores.
Ecotoxicologia,
Poluição
ambiental,
Agrotóxicos,
Peixes,
ABSTRACT
The intensive use of pesticides in modern agriculture, combined with the lack of data on
the effects of new chemical substances on non-target organisms, represents a growing
threat to aquatic biodiversity, especially in tropical ecosystems. Among the various
compounds employed, the insecticide sulfoxaflor (SFX) stands out. It has been recently
introduced to the market as an alternative to neonicotinoids and is used to control sapsucking insects of the order Hemiptera. This compound has attracted increasing attention
due to its widespread application, toxicity to non-target organisms, and its ability to reach
aquatic environments through drift, leaching, and surface runoff. In this context, the present
study aimed to investigate the ecotoxicological effects of SFX on the embryonic and larval
development of zebrafish (Danio rerio), using both the isolated active ingredient (a.i.) and
a commercial formulation available in the Brazilian market (Verter®, Corteva
Agriscience®). The experimental study was conducted through embryo-larval toxicity
assays with semi-static exposure over 96 hours, using increasing concentrations of SFX
and evaluating lethal and sublethal parameters, including mortality, hatching rate,
frequency of teratogenesis, spontaneous contractions, heart rate, and morphological
alterations. The results showed that the pure a.i. did not cause significant mortality or
interfere with the hatching rate at the tested concentrations. However, a significant
reduction in the frequency of spontaneous contractions and heartbeats was observed from
400 µg/L onwards, indicating neurotoxic and cardiotoxic effects. In contrast, the
commercial formulation exhibited a more pronounced toxicity profile, inducing changes in
sublethal parameters even at the lowest concentrations tested, such as increased heart
rate, neurotoxic manifestations, and a variety of morphological alterations. These results
suggest that, under the experimental conditions adopted and the concentrations tested,
the additives present in the formulation exerted a higher toxic potential on the physiological
and morphological parameters analyzed in zebrafish embryos and larvae. This study
reinforces the importance of considering commercial formulations in ecotoxicological
assessments and provides technical and scientific support for more effective public policies
and environmental management strategies, in line with the Sustainable Development
Goals (SDGs 3, 6, 12, and 14).
Keywords: Ecotoxicology, Environmental pollution, Pesticides, Fish, Biomarkers.
LISTA DE FIGURAS
Revisão Bibliográfica
Figura 1. Estrutura química do sulfoxaflor.
25
Figura 2. Fêmea de zebrafish (Danio rerio).
33
Figura 3. Estágio do desenvolvimento do zebrafish ao longo das
primeiras 144 horas pós-fertilização (hpf).
34
Artigo
Figura 1. Efeitos de diferentes concentrações de i.a. puro de SFX e do
inseticida à base de SFX em embriões de zebrafish
52
Figura 2. Efeitos de diferentes concentrações de i.a. puro de SFX e do
inseticida à base de SFX em embriões de zebrafish bem como dos
grupos controle e controle positivo nas contrações espontâneas nas 24
horas pós-fecundação
53
Figura 3. Efeitos de diferentes concentrações de i.a. puro de SFX e do
inseticida à base de SFX em embriões de zebrafish bem como dos
grupos controle e controle positivo (3,4-dicloroanilina – DCA) nos
batimentos cardíacos nas 48 horas pós-fecundação
54
Figura 4. Alterações morfológicas observadas em larvas de zebrafish
expostas em diferentes concentrações de i.a. puro de SFX e do
inseticida à base de SFX
56
Figura 5. Efeitos de diferentes concentrações de i.a. puro de SFX e do
inseticida à base de SFX em diferentes parâmetros morfométricos
avaliados nas larvas de zebrafish
58
Figura 6. Análise de componentes principais (PCA) do ingrediente
ativo puro e do inseticida à base de sulfoxaflor, com base na resposta
de múltiplos biomarcadores
60
Figura 7. Índice Integrado de Biomarcadores (IBR) obtidos a partir de
múltiplos biomarcadores avaliados ao longo do desenvolvimento
embriolarval de zebrafish expostos ao i.a. SFX e ao inseticida à base
de SFX.
61
LISTA DE TABELAS
Revisão Bibliográfica
Tabela 1. Doses do composto sulfoxaflor presente em Closer e
Expedition permitidas em diversas culturas.
26
Artigo
Tabela 1. Frequência de alterações morfológicas em embriões e larvas
de zebrafish expostas à diferentes concentrações de i.a. puro de SFX e
da formulação comercial.
55
SUMÁRIO
1 Apresentação
14
Referências
15
2 Revisão da literatura
16
2.1 Poluição química decorrente do uso de agrotóxicos
16
2.2 Agrotóxicos no Brasil
18
2.3 Ingrediente ativo e formulação comercial
22
2.4 Sulfoxaflor
23
2.5 Teste de toxicidade em peixes
28
2.6 Zebrafish como modelo sistema
31
Referências
35
3. ARTIGO: IMPACTOS DO INSETICIDA SULFOXAFLOR E DA SUA FORMULAÇÃO
COMERCIAL NO DESENVOLVIMENTO EMBRIOLARVAL DO ZEBRAFISH
42
3.1 Introdução
43
3.2 Materiais e métodos
47
3.2.1 Animais e coleta dos embriões de zebrafish
47
3.2.2 Exposições e teste embriotoxicidade com zebrafish (ZET)
47
3.2.3 Avaliação de atividade neuromuscular espontânea e cardiotoxicidade
48
3.2.4 Análise morfométrica
49
3.2.5 Análises comparativas
49
3.2.6 Análise estatística
49
3.3 Resultados
50
3.3.1 Toxicidade ao longo do desenvolvimento do zebrafish
50
3.3.2 Atividade neuromuscular espontânea
51
3.3.3 Cardiotoxicidade
52
3.3.4 Alterações morfológicas e morfométricas
53
3.3.5 Análises comparativas
58
3.3.5.1 Análise de componente principal
59
3.3.5.2 Índice de biomarcadores
60
3.4 Discussão
67
3.5 Conclusão
68
Referências
69
14
1 APRESENTAÇÃO
O crescente uso de agrotóxicos nas práticas agrícolas modernas, aliado à escassez
de dados ecotoxicológicos acerca de novas substâncias químicas, tem despertado
preocupações quanto aos potenciais impactos desses compostos sobre organismos nãoalvo, especialmente organismos aquáticos, uma vez que esses impactos afetam o
desenvolvimento, a sobrevivência e os serviços ecossistêmicos associados.
Essa preocupação se intensifica ao se considerar que os estudos ecotoxicológicos
muitas vezes concentram-se apenas no ingrediente ativo (i.a.) isolado, desconsiderando
os efeitos das formulações comerciais utilizadas em campo. As formulações comerciais
contêm inúmeros aditivos como solventes, surfactantes e estabilizantes, que podem
modificar significativamente a biodisponibilidade, a toxicidade e o comportamento
ambiental do i.a.. Dessa forma, os impactos ecotoxicológicos observados em organismos
aquáticos podem ser subestimados quando se considera apenas o i.a. isolado, sem levar
em conta a complexidade química e os efeitos sinérgicos ou aditivos dos componentes
presentes na formulação final.
Dentre os inseticidas utilizados, o sulfoxaflor (SFX) tem sido introduzido como
alternativa a inseticidas neonicotinóides previamente banidos. Contudo, apresenta
características físico-químicas que contribuem para sua alta mobilidade ambiental, como
alta solubilidade em água (Niesen et al., 2019) e baixa adsorção ao solo (Gauthier et al.,
2021). No Brasil, o SFX foi aprovado em 2019 pelo Ministério da Agricultura, mesmo após
ter sido previamente vetado pela ANVISA em 2016 devido aos efeitos em organismos nãoalvo (Capela et al., 2022). Seu uso está autorizado em diversas culturas de alto valor
econômico, como soja, milho, algodão, arroz, citros e tomate — todas amplamente
cultivadas no país. Apesar de sua ampla aplicação e dos avanços na caracterização
ecotoxicológica do SFX, ainda não existem dados sobre seus efeitos no desenvolvimento
de organismos aquáticos em concentrações ambientalmente relevantes. Além disso,
permanecem ausentes estudos comparativos que avaliem a ecotoxicidade tanto do i.a.
puro quanto de sua formulação comercial nesses mesmos parâmetros, o que representa
uma lacuna crítica para a compreensão de seus impactos reais nos ecossistemas
aquáticos.
15
A presente dissertação é constituída por dois capítulos. No primeiro capítulo, é
apresentada uma revisão de literatura sobre o uso de agrotóxicos no Brasil, informações
básicas sobre o SFX e os dados disponíveis na literatura sobre a sua ecotoxicidade em
organismos não-alvo. No segundo capítulo, apresentado na forma de artigo científico,
contém uma abordagem experimental que investigou os possíveis efeitos ecotoxicológicos
do i.a. puro (SFX) e da sua formulação comercial Verter ®, considerando parâmetros
morfológicos e fisiológicos nos primeiros estágios de vida do zebrafish (Danio rerio). Os
dados obtidos visam contribuir com o avanço do conhecimento sobre os impactos do SFX
em organismos aquáticos, ainda mais à luz das metas dos Objetivos de Desenvolvimento
Sustentável (ODS), que incluem o uso seguro de substâncias químicas e a proteção da
vida aquática (ODS 3, 6, 12, 14), além de oferecer subsídios técnicos e científicos que
possam fundamentar políticas públicas de regulação do uso de agrotóxicos e estratégias
de manejo ambiental que promovam a sustentabilidade ambiental no Brasil e em outros
países que enfrentam desafios semelhantes.
REFERÊNCIAS
Capela, N. et al. Sub-lethal doses of sulfoxaflor impair honey bee homing ability. Science
of The Total Environment, v. 837, p. 155710, 2022.
Gauthier, J. R., e Mabury, S. A. (2021). The sulfoximine insecticide sulfoxaflor and its
photodegradate demonstrate acute toxicity to the nontarget invertebrate species Daphnia
magna. Environmental Toxicology and Chemistry, 40(8), 2156-2164.
Niesen, M., Sappington, K., Ruhman, M., Mroz, R., Leader, R. A. P., Housenger, J., e
Chief, B. (2019). Ecological risk assessment for the registration of sulfoxaflor.
OECD (2013), Test No. 236: Fish Embryo Acute Toxicity (FET) Test, OECD Guidelines for
the Testing of Chemicals, Section 2, OECD Publishing, Paris.
16
2 REVISÃO DA LITERATURA
2.1 Poluição química decorrente do uso de agrotóxicos
O início do Antropoceno tem sido marcado pelo esgotamento dos recursos naturais
e pelo desenvolvimento de novas moléculas químicas em busca do desenvolvimento
global, resultando em fluxos de resíduos que transgrediram as fronteiras planetárias,
perturbando os ecossistemas naturais e induzindo mudanças nas práticas agrícolas
(Matlin et al., 2022). Essas mudanças são caracterizadas principalmente pela introdução
de novos agrotóxicos, marcando o que pode ser chamado de segunda revolução química
(Wang et al., 2024), demonstrado também pelo rápido crescimento do registro da
Sociedade Americana de Química (Chemical Abstract Service – CAS), que cresceu de 20
milhões em 2002 para mais de 204 milhões em 2023, sugerindo uma adição de quase
15.000 novos produtos químicos diariamente (Escher et al., 2020; Wang et al., 2024).
Os agrotóxicos são caracterizados como compostos naturais ou sintéticos que são
aplicados para prevenir, controlar ou eliminar espécies que afetam o crescimento das
plantas (Araya et al., 2024). Podem ser classificados por diversos parâmetros, incluindo
por organismos alvo (inseticidas, herbicidas, fungicidas, acaricidas, etc.), por estrutura
química (carbamatos, organofosforados, neonicotinóides, sulfoxaminas, etc.), por modo
de ação (inibidores de acetilcolinesterase, bloqueadores de canais de cloreto GABAgatados, moduladores de canais de sódio, moduladores de receptores de hormônios
juvenis), ou por tempo e método de aplicação (agrotóxicos de contato, agrotóxicos foliares,
herbicidas pré-plantio, pré-emergentes ou pós-emergentes) (NIPHM, 2025).
O uso generalizado de agrotóxicos começou após a Segunda Guerra Mundial (1939
- 1945) devido à necessidade urgente de aumentar a produção de alimentos após os
efeitos devastadores da guerra na agricultura (Perobelli et al., 2025). Desde então, o uso
de agrotóxicos tem aumentado consistentemente, tornando-se um pilar da agricultura
moderna e um mercado global altamente lucrativo. Contudo, apesar da sua efetividade no
aumento da produtividade agrícola e ser um mercado altamente rentável, é crucial
considerar que cerca de 1% das aplicações totais de agrotóxicos realmente atinge as
espécies pretendidas, sendo a maior parte desses produtos dissipados no meio ambiente
e afetando organismos não-alvo (Tudi et al., 2021; Perobelli et al., 2025). Além disso, o
uso generalizado de agrotóxicos pode impulsionar o desenvolvimento de resistência de
17
espécies indesejadas, resultando em um uso ainda maior de agrotóxicos, gerando uma
série complexa de problemas, incluindo o comprometimento da biodiversidade,
degradação do solo e poluição da água, perturbando ecossistemas e, consequentemente,
impactando a saúde das plantações e criando um ciclo de práticas insustentáveis
(Perobelli et al., 2025). Segundo a Organização das Nações Unidas para Alimentação e
Agricultura (FAO), aproximadamente 40% da produção agrícola global ainda é perdida
para espécies de interesse agrícola (FAO, 2022), destacando que ainda existe uma perda
significativa apesar do uso intenso de agrotóxicos, e do custo ambiental e de saúde
associados a esse uso.
Dentre os fatores que influenciam a contaminação ambiental por esses compostos
químicos, têm-se as suas propriedades químicas e o modo de aplicação. A propriedade
de volatilidade e a aplicação por pulverização são os principais fatores correlacionados
que podem resultar em resíduos de agrotóxico no ambiente (Carneiro et al., 2025).
Quando no ambiente, os agrotóxicos têm o potencial de contaminar o ar, o solo e as fontes
de água, tanto superficiais quanto subterrâneas, expondo diversos organismos a riscos
químicos, associados principalmente à ingestão da água e de alimentos contaminados
(Capela et al., 2022).
Contudo, embora os estudos de monitoramento estejam crescendo gradualmente
em países como Brasil, Sri Lanka, Cazaquistão, Nigéria e Quênia, ainda há uma falta
significativa de dados de monitoramento ambiental de muitos países na Ásia, África e
América do Sul (Kandie et al., 2020; Ogunbanwo et al., 2020; Brack et al., 2022). As
evidências emergentes sugerem que as concentrações de substâncias químicas
perigosas nesses países subdesenvolvidos podem ser consideravelmente mais elevadas
do que as observadas atualmente na Europa (Brack et al., 2022). Essa diferença está
associada a uma série de fatores, incluindo a má gestão de resíduos, ao comércio
internacional de resíduos, a precariedade dos sistemas de saneamento e tratamento de
água, a permanência no uso e emissão de substâncias químicas altamente tóxicas que já
foram progressivamente banidas em países de alta renda, além da aplicação intensiva de
compostos específicos em determinadas regiões (K’Oreje et al., 2020).
Além disso, o dano causado pelo uso indiscriminado de agrotóxicos não ocorre
somente onde este foi aplicado. A depender do modo de aplicação, do local e do produto,
18
esses agentes podem entrar em contato com organismos que estão a quilômetros de
distância das áreas de cultivo. Estima-se que 7% do total do agrotóxico aplicado
anualmente lixivia para aquíferos, enquanto mais de 10% permanecem no solo (Maggi et
al., 2023). Esses resíduos criaram pontos críticos de poluição, representando sérias
ameaças aos ecossistemas, à biodiversidade e à saúde humana (Tang et al., 2021).
A contaminação dos ecossistemas aquáticos, resultante tanto do uso intensivo de
agrotóxicos quanto do descarte inadequado de resíduos, tem despertado crescente
preocupação ambiental, uma vez que essas substâncias apresentam elevada persistência
no ambiente e podem representar riscos significativos para toda a cadeia ecológica
(Kümmerer et al., 2021). Dentre os organismos aquáticos, os peixes se destacam como
bioindicadores relevantes na avaliação da toxicidade desses contaminantes. A
contaminação deles por agrotóxicos pode ocorrer por diferentes vias de exposição —
dérmica, respiratória ou oral — permitindo a entrada de resíduos químicos no organismo
por difusão direta da água contaminada ou pela ingestão de presas já expostas aos
poluentes (Fantke et al., 2021). Além disso, as características biológicas e ecológicas,
como o hábito bentônico de algumas espécies, aumentam a susceptibilidade à
contaminação por resíduos depositados nos sedimentos do leito aquático (Fantke et al.,
2021). Outros fatores, como o tamanho corporal dos peixes, a composição química dos
agrotóxicos e os níveis de contaminação presentes no ambiente, também influenciam na
intensidade da exposição (Brack et al., 2022)
2.2 Agrotóxicos no Brasil
Persiste no Brasil, assim como na América Latina de modo geral, uma lógica colonial
que molda a forma como a natureza é percebida e tratada (Alimonda, 2011). Nesse
contexto, a realidade biofísica, a organização do território, a flora, a fauna, os povos
humanos, a biodiversidade e até as dinâmicas socioculturais são frequentemente
encaradas, sob a ótica do pensamento hegemônico, como elementos subordinados,
destinados à exploração, degradação e reconfiguração conforme os interesses dos atuais
regimes de acumulação (Gaboardi et al., 2023). Como resultado, vastos ecossistemas
foram destruídos para dar lugar a monoculturas voltadas à exportação. Sob a perspectiva
ecológica, o modelo de produção baseado em commodities promove a destruição e a
19
simplificação dos ecossistemas naturais, ao mesmo tempo em que contribui
significativamente para a contaminação ambiental por diversos poluentes. Essa dinâmica
compromete não apenas a integridade dos ambientes naturais, mas também as condições
de saúde de trabalhadores rurais e de consumidores expostos a alimentos e à água
contaminados, configurando um claro cenário de injustiça ambiental (Gaboardi et al.,
2023). Após mais de cinco décadas de incentivo estatal e consolidação desse modelo
agroquímico no Brasil e em outros países da América Latina, observa-se um crescimento
significativo dos estudos voltados à avaliação dos impactos do uso de agrotóxicos na
região, com contribuições de profissionais de distintas áreas do conhecimento em
abordagens inter e multidisciplinares.
Desde meados de 1970, a agricultura brasileira tem passado por intensas
transformações, impulsionadas pela incorporação de tecnologias agrícolas modernas e
pela expansão das fronteiras produtivas, com o intuito de aumentar tanto a produtividade
quanto a rentabilidade de empresas e produtores ligados ao agronegócio (Szerman et al.,
2022). Atualmente, o país possui uma vasta área destinada à agricultura, com
aproximadamente 55 milhões de hectares, sendo a soja a principal cultura, ocupando mais
de 36 milhões de hectares (Dias et al., 2025). Além da soja, cultivos como cana-de-açúcar
e milho também abrangem grandes extensões territoriais (MapBiomas , 2021). Essa
elevada capacidade produtiva está diretamente associada ao aumento expressivo no uso
de agrotóxicos nas áreas agrícolas (Dias et al., 2025). Como consequência, o Brasil
tornou-se o maior consumidor mundial desses produtos, com mais de 800 mil toneladas
aplicadas apenas em 2022 — volume aproximadamente 70% superior ao registrado pelos
Estados Unidos, o segundo maior consumidor (FAO, 2024). As culturas de soja, cana-deaçúcar, milho e algodão concentram cerca de 83% do total de agrotóxicos comercializados
no país (Dias et al., 2025). De forma preocupante, estima-se que cerca de 46,6% dos
ingredientes ativos aprovados para uso no Brasil são proibidos em outras regiões, como
União Europeia, Estados Unidos e China, evidenciando discrepâncias nos critérios de
segurança toxicológica e nas políticas regulatórias (Pereira et al., 2022).
De acordo com a Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária (Embrapa) (2021),
o consumo anual de agrotóxicos no Brasil é superior a 300 mil toneladas, representando
um aumento de 700% do consumo em 40 anos, enquanto o território agrícola aumentou
20
apenas 78% nesse período (Spadotto e Gomes, 2021). A legislação brasileira, a partir da
lei nº 14.785/2023, define agrotóxicos como “produtos e agentes de processos físicos,
químicos ou biológicos destinados ao uso nos setores de produção, no armazenamento e
no beneficiamento de produtos agrícolas, nas pastagens ou na proteção de florestas
plantadas, cuja finalidade seja alterar a composição da flora ou da fauna, a fim de
preservá-las da ação danosa de seres vivos considerados nocivos”.
No Brasil, os agrotóxicos podem ser classificados a partir de diversos aspectos, mas
os mais comuns incluem:
- Alvos específicos de ação: fungicidas (atuantes contra fungos), herbicidas (que
inibem o crescimento de plantas daninhas), rodenticidas (utilizados no combate a
roedores), acaricidas (para exterminar ácaros), moluscicidas (usados principalmente
contra caramujos causadores da esquistossomose), algicidas (para eliminar algas),
nematicidas, fumigantes, e reguladores e inibidores de crescimento;
- Grupo químico ao qual pertencem: organoclorados, organofosforados, carbamatos,
piretroides, triazinas, neonicotinóides, sulfonamidas, etc;
- Nível de toxicidade: conforme determinado por testes ou estudos laboratoriais,
conforme estabelecido pela portaria n°3/MS/SNVS, de 16 de janeiro de 1992, da Agência
Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA).
Em 2019, ocorreu a reclassificação toxicológica dos agrotóxicos já registrados no
Brasil pela ANVISA. A partir disso, os parâmetros de classificação toxicológica foram
caracterizados nos padrões do Sistema Globalmente Harmonizado de Classificação e
Rotulagem de Produtos Químicos (Globally Harmonized System of Classification and
Labelling of Chemicals – GHS), com regras harmonizadas com as de países da União
Europeia, Ásia, entre outros. Assim, foram estabelecidas 5 categorias (ANVISA, 2019):
Categoria 1 = Produto Extremamente Tóxico;
Categoria 2 = Produto Altamente Tóxico;
21
Categoria 3 = Produto Moderadamente Tóxico;
Categoria 4 = Produto Pouco Tóxico;
Categoria 5 = Produto Improvável de Causar Dano Agudo.
De acordo com o Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais
Renováveis (IBAMA), em 2022 ocorreram comercialização de 800.652 toneladas de
ingredientes ativos (i.a.), o que representa um aumento de aproximadamente 11% em
relação ao ano anterior. Nesse mesmo período, os ingredientes ativos mais
comercializados no país foram: Glifosato e seus sais; 2,4-D; Atrazina, Mancozebe;
Acefato; Clorotalonil, Dibrometo de Diquat, Glufosinato – Sal de Amônio, Clorpirifós e
Metomil. Em paralelo ao vasto número de agrotóxicos que foram liberados nos últimos
anos, apresenta-se como um horizonte de possíveis acidentes ambientais que podem
acontecer no nosso país (IBAMA, 2022).
O primeiro levantamento público sobre a contaminação por agrotóxicos em água
potável no país foi divulgado em 2019 por meio do programa "Por Trás do Alimento", uma
iniciativa colaborativa entre as organizações Repórter Brasil, Public Eye e Agência Pública
(Carneiro et al., 2025). Este estudo analisou dados referentes ao período de 2014 a 2017,
utilizando informações do Sistema de Monitoramento da Qualidade da Água para
Consumo Humano (SISAGUA), do Ministério da Saúde, e do Instituto Brasileiro de
Geografia e Estatística (IBGE), revelando uma lacuna significativa na vigilância nacional.
Dos 5.570 municípios brasileiros, 2.931 não enviaram resultados ao Ministério da Saúde
durante o período analisado, e, entre os que realizaram testes, um em cada quatro
detectou a presença de todos os 27 resíduos de agrotóxicos avaliados nas amostras de
água. A detecção de resíduos de agrotóxicos em água tratada e potável no Brasil
evidencia a presença desses compostos em mananciais superficiais utilizados para o
abastecimento público, além de apontar limitações nos métodos convencionais de
tratamento de água, que não têm sido plenamente eficazes na remoção dessas
substâncias.
Embora exista regulamentação específica no Brasil para resíduos de agrotóxicos em
água potável, ela ainda é considerada restrita quanto à variedade de substâncias
contempladas. A atual Portaria GM/MS nº 888, de 4 de maio de 2021 (Ministério da Saúde,
22
2021), estabelece limites máximos para apenas 40 ingredientes ativos — um aumento de
13 compostos em relação à normativa anterior. Apesar desse avanço, o número continua
expressivamente inferior ao total de princípios ativos aprovados para uso no país, que em
2024 somavam 368 substâncias, indicando que apenas cerca de 11% dos agrotóxicos
legalmente registrados no Brasil são efetivamente monitorados na água potável (Carneiro
et al., 2025). Além disso, em 2024, o Brasil atingiu um recorde na liberação de novos
agrotóxicos para uso doméstico, o que intensifica ainda mais a preocupação com a
contaminação ambiental (Souza e Salati, 2025)
2.3 Ingrediente ativo e formulação comercial
Os agrotóxicos, amplamente utilizados tanto na agricultura quanto em ambientes
urbanos, são comercializados e aplicados sob a forma de formulações comerciais —
misturas complexas compostas por ingredientes ativos e diversas substâncias auxiliares,
como adjuvantes ou aditivos (Seralini, 2024). Embora essas substâncias sejam rotuladas
frequentemente como “inertes”, elas não são necessariamente química ou biologicamente
inativas, uma vez que muitos desses compostos são capazes de influenciar diretamente
a toxicidade, mobilidade, persistência e absorção dos ingredientes ativos no ambiente e
em organismos expostos (Sanches et al., 2024).
Esses aditivos têm como finalidade melhorar a estabilidade, a penetração, a eficácia
e a aplicabilidade dos ingredientes ativos (Kalyabina et al., 2021). No entanto, sua
composição química completa raramente é divulgada de forma transparente, e seus perfis
toxicológicos variam significativamente conforme a natureza e concentração dos
compostos presentes (Seralini, 2024). Entre os aditivos mais comuns encontram-se
solventes, surfactantes, emulsificantes e conservantes, alguns dos quais, como os
destilados de petróleo, apresentam potenciais efeitos adversos à saúde animal e aos
ecossistemas (Ahmad et al., 2024)
Diversos estudos têm demonstrado que as formulações comerciais podem ser
substancialmente mais tóxicas do que os ingredientes ativos isolados (Nagy et al., 2020;
Straw et al., 2022). Esse aumento na toxicidade deve-se, em grande parte, a interações
sinérgicas entre os aditivos e os princípios ativos (Karaca et al., 2021; Nagy et al., 2020).
Substâncias como o butóxido de piperonila, frequentemente empregadas como
23
sinergistas em inseticidas, potencializam os efeitos dos ingredientes ativos, aumentando
sua toxicidade (Karaca et al., 2021). Adicionalmente, o surfactante alquil poliglicosídeo,
presente em formulações comerciais, reduz a tensão superficial e promove maior
absorção cutânea ou penetração celular dos ingredientes ativos, o que contribui para o
aumento de sua biodisponibilidade e toxicidade (Ahmad et al., 2024). Surfactantes como
etoxilatos de alquilfenol (APEs) e de nonilfenol (NPEs), por exemplo, têm sido associados
à toxicidade aquática e a efeitos de desregulação endócrina, enquanto emulsificantes
como as aminas de sebo etoxiladas (ETAs) também demonstraram ser prejudiciais à biota
aquática (Ahmad et al., 2024). Além disso, a análise de espectrometria de formulações
comerciais de agrotóxicos revelou a presença de centenas de compostos não
identificados, indicando que os adjuvantes não são apenas variáveis e numerosos, mas
também contêm produtos químicos residuais, os quais podem intensificar os efeitos
biológicos adversos (Seralini, 2024). Contudo, esses aditivos não são submetidos ao
mesmo conjunto de testes regulatórios que os ingredientes ativos (Straw e Brown, 2021).
No Brasil, a Lei nº 14.785/2023, complementada pela Lei nº 15.070/2024, regula
aspectos relacionados à produção, comercialização e aplicação de agrotóxicos,
ingredientes ativos e aditivos. No entanto, os produtos com função adjuvantes, embora
reconhecidos como produtos que melhoram a aplicação dos formulados, não são
diretamente abrangidos por essa legislação, sendo sujeitos a regulamentações
específicas. De acordo com o Art. 2º dessa lei, é considerado:
- Agrotóxicos: produtos e agentes de processos físicos ou químicos isolados ou em
mistura com biológicos destinados ao uso nos setores de produção, no armazenamento e
no beneficiamento de produtos agrícolas, nas pastagens ou na proteção de florestas
plantadas, cuja finalidade seja alterar a composição da flora ou da fauna, a fim de
preservá-las da ação danosa de seres vivos considerados nocivos;
- Ingrediente ativo: agente químico isolado ou em mistura com biológicos que confere
eficácia a agrotóxicos, produtos de controle ambiental e afins;
- Aditivo: substância ou produto adicionado a agrotóxicos, a produtos de controle
ambiental e afins, para melhorar sua ação, função, durabilidade, estabilidade e detecção
ou para facilitar o processo de produção;
24
adjuvante: produto utilizado em mistura com produtos formulados para melhorar a
sua aplicação;
2.4 Sulfoxaflor
A resistência aos inseticidas atualmente disponíveis representa um desafio
persistente para o manejo de espécies indesejadas na agricultura, exigindo a busca
contínua por novas estratégias de controle (Sparks et al., 2013). Diversas espécies de
insetos sugadores de seiva da ordem Hemiptera, como pulgões, percevejos, moscasbrancas, percevejos-fedorentos, cigarrinhas, cochonilhas e cochonilhas, têm demonstrado
resistência aos compostos tradicionalmente utilizados (Solomon et al., 2025). Embora o
surgimento da resistência tenha ocorrido de forma gradual em alguns casos, muitas
dessas espécies já apresentam resistência significativa aos neonicotinoides — classe de
inseticidas que, até então, constituía a principal ferramenta para seu controle em diversas
culturas agrícolas (Sparks et al., 2013).
A partir disso, a classe das sulfoximinas foi projetada uma alternativa aos
neonicotinoides, e que tem como seu principal composto o sulfoxaflor (SFX) (Kramer e
Solomon,
2025).
O
SFX,
de
nome
químico
[1-[6-(trifluoromethyl)pyridin-3-
yl]ethyl]methyl(oxido)-λ4-sulfanylidenecyanamide, e fórmula química C10H10F3N3OS
(Figura 1), é um composto inseticida desenvolvido nos anos 2000 pela Dow
AgroSciences®, e tem como organismo-alvo insetos da ordem Hemiptera (Capela et al.,
2022). O ingrediente ativo técnico sulfoxaflor (SFX-T) é comercializado em formulações
como concentrado de suspensão (SC) e grânulos dispersíveis em água (WG), sendo
aplicado por via aérea ou terrestre na forma de pulverização aquosa sobre a folhagem de
diversas culturas (Kramer e Solomon, 2025). Após a aplicação, o composto é translocado
através do xilema e também de forma translaminar, ou seja, atravessando as camadas
das folhas a partir do local de contato. Dessa forma, torna-se biodisponível para insetos
sugadores de seiva, que o absorvem durante a alimentação (Solomon et al., 2025).
25
Figura 1. Estrutura química do sulfoxaflor. Fonte: Salomão et al., 2025
O SFX atua como agonista e/ou modulador dos receptores nicotínicos de acetilcolina
(nAChRs) em insetos, apresentando um mecanismo de ação semelhante ao dos
neonicotinoides (Cartereau et al., 2024). Com base no mecanismo de ação, o Comitê de
Ação à Resistência a Inseticidas (IRAC), que visa coordenar estratégias para mitigar a
resistência, classifica os inseticidas que atuam sobre os nAChRs como pertencentes ao
Grupo 4. O SFX integra a subclasse 4C, denominada sulfoximinas (Kramer e Salomão,
2025). Os nAChRs são canais iônicos controlados por ligantes e podem ser divididos em
dois grupos: receptores musculares e receptores neuronais. Além disso, foi demonstrado
que os nAChRs contribuem para o controle do potencial de membrana em repouso,
modulação da transmissão sináptica e mediação da transmissão excitatória rápida (Harper
et al., 2020). Dessa forma, o SFX tem como alvo o sistema nervoso, induzindo sintomas
excitatórios, tais como tremores, extensão ou curvatura das pernas, paralisia parcial ou
total, e mortalidade, conforme observado em estudos conduzidos com insetos
(Damasceno et al., 2021).
Em alguns países, como os Estados Unidos, o Canadá e a União Europeia, existem
restrições ou proibições de seu uso, devido a preocupações com a segurança ambiental
e a saúde dos organismos (Capela et al., 2022). Entretanto, agrotóxicos à base de SFX
voltaram a ser utilizados no Brasil em 2019, entre eles as formulações comerciais
Verter®SC, Expedition ®, Closer ®SC, os quais são classificados como “Produto
Moderadamente Tóxico” pela ANVISA. Contudo, com base na lei 10.603/2002, que
estabelece que novos produtos aprovados para comercialização têm proteção de 10 anos
de sigilo nas informações, não existem dados disponibilizados sobre a comercialização e
o uso desses agrotóxicos no Brasil. No Brasil, o uso deste composto é recomendado nas
26
culturas de algodão, aveia, batata, cana-de-açúcar, milho, soja, entre outras, de acordo
com a ANVISA (2023). Além disso, existem recomendações realizadas pelo IBAMA para
a utilização de agrotóxicos à base de SFX, de acordo com a cultura a qual é utilizada.
Tabela 1. Doses do composto Sulfoxaflor presente em Closer ® e Expedition® permitidas
em diversas culturas.
Formulação
Closer
Expedition
Cultura
Dose
mL PF/ha**
g i.a/ha*
Algodão
60
14,4
Citros
100 - 200
24 - 48
Tomate
200 - 300
48 - 72
Trigo
50 - 75
50 - 75
Feijão
300 - 400
72 - 96
Melancia
300 - 400
72 - 120
Melão
300 - 400
72 - 120
Soja
300 - 400
72 - 96
Arroz
200 - 300
20 - 30
Milho
200 - 300
20 - 30
Soja
200 - 300
20 - 30
Fonte: Autora (2024), adaptado de IBAMA (2019)
* i.a/ha - ingrediente ativo por hectare.
**PF/ha - produto fitossanitário por hectare.
O composto SFX também apresenta características singulares, incluindo baixa
absorção pelo solo e sedimentos, alta solubilidade em água, meia-vida no solo de
aproximadamente 13 dias (Gauthier et al., 2021), e entre 37 a 88 dias na água, resistência
à fotólise e hidrólise tanto no solo quanto na água (Niesen et al., 2019). Essas
propriedades lhe conferem o potencial de se tornar um contaminante em corpos d'água
superficiais e subterrâneos e de afetar organismos não-alvo.
27
Em minhocas, o SFX causa estresse oxidativo, de acordo com Zhang et al. (2020).
Em abelhas, afeta a capacidade de retorno (Capela et al., 2022). Em caranguejos, afetou
o comportamento da alimentação e da motricidade (Damasceno et al., 2021). Em girinos
de Rana nigromaculata, afetou o crescimento, os índices antioxidantes e o sistema
endócrino relacionado ao hormônio tireoidiano (Zhou et al., 2023). Em zebrafish, foi
observado que o SFX causou danos oxidativos, imunotoxicidade, e aumentou
significativamente a atividade de acetilcolinesterase (Piner Benli e Çelik, 2021a); Wang et
al., 2023, Piner Benli e Çelik, 2021b). Wang (2023) detectou que o i.a. puro de SFX induz
imunotoxicidade em zebrafish através da ativação da via de sinalização TLR4/NF-κB.
Neste estudo, os embriões de zebrafish foram expostos a concentrações 20, 25 e 30 mg/L
de i.a. puro de SFX, correspondendo aos valores relacionados à Concentração Letal
média (CL50) de 34,11 mg/L. Isso foi feito com o intuito de avaliar a eclosão, mortalidade,
frequência cardíaca, contagem de neutrófilos, estresse oxidativo e expressão de genes
associados à apoptose (IL-6, IL-1β, MYD88, TNF-α, COX2 e TLR4) e inflamação
imunológica. Assim, após exposição ao sulfoxaflor, a taxa de sobrevivência, a taxa de
eclosão, e o número de batimentos cardíacos dos embriões foram significativamente
reduzidos. Também o número de neutrófilos diminuiu com o aumento da concentração do
composto no grupo de tratamento, assim como o número de células-tronco
hematopoiéticas. Além disso, em comparação com o grupo controle, os níveis de
expressão dos genes analisados aumentaram significativamente (Wang et al., 2023).
Além disso, de acordo com Piner Benli e Çelik (2021b), a formulação comercial do
SFX chamada Transform, pode causar alterações na atividade da AChE no cérebro e nos
músculos do zebrafish, indicando que SFX pode ser neurotóxico. Nesse estudo, foram
utilizados adultos de zebrafish, os quais foram expostos por 96h a 0,87 mg/L (2,5% da CL
50 de 96 h), 1,75 mg/L (5% da CL 50 de 96 h), 3,51 mg/L (10% da CL 50 de 96 h) do
inseticida à base de SFX, e ao grupo controle com apenas água. A formulação comercial
também causou estresse oxidativo, alterando também os parâmetros antioxidantes
relacionados à glutationa (GSH) (Piner Benli e Çelik, 2021a). Nesse estudo, embriões de
zebrafish foram expostos por 96h às concentrações subletais de SFX 0,87 mg/L, 1,75
mg/L, e 3,51 mg/L. Após a exposição, foram realizadas a análise de estresse oxidativo
28
das enzimas superóxido dismutase (SOD), Quinona-oxidorredutase-1 (NQO1) e heme
oxigenase-1 (HMOX1).
De acordo com Watson (2021), o SFX interage de maneira distinta com os nAChRs
em insetos, quando comparado a outras substâncias químicas. Essa distinção acontece
devido à sua composição química, que exibe interações distintas com enzimas
metabólicas e nAChRs em comparação com outros inseticidas. Isso resulta em diferentes
frequências e graus de resistência cruzada entre SFX e outras substâncias. Ou seja, a
maioria
dos
insetos
que
apresentam
resistência
a
inseticidas,
incluindo
os
neonicotinóides, apresentam pouca ou nenhuma resistência ao SFX.
Contudo, observa-se que ainda há uma escassez de estudos envolvendo os efeitos
do SFX em diferentes fases do ciclo de vida dos peixes e com a análise de múltiplos
biomarcadores, sobretudo utilizando concentrações de relevância ambiental. Dessa
forma, há uma necessidade urgente de se compreender os potenciais efeitos tóxicos que
o SFX pode exercer sobre os ecossistemas aquáticos. A ausência de avaliações
ambientais específicas, como análise de concentrações na água e no solo, por exemplo,
torna essencial a condução de estudos mais detalhados para preencher essa lacuna de
conhecimento e entender melhor as implicações ambientais desse inseticida.
2.5 Testes de toxicidade em peixes
A toxicidade de uma substância química se refere à capacidade dessa substância
de causar danos em determinado órgão, alterar os processos químicos ou desregular o
metabolismo enzimático. Os testes de toxicidade são caracterizados como ensaios
laboratoriais, utilizados para estimar a toxicidade de substâncias, efluentes industriais,
amostras ambientais de água ou sedimentos, entre outros (Krewski et al., 2020).
Os dados de toxicidade aquática são necessários para a avaliação dos riscos
ambientais de produtos químicos, de acordo com regulações como o Sistema
Globalmente Harmonizado (GHS) de Classificação e Rotulagem de Produtos Químicos e
o regulamento de Registro, Avaliação, Autorização e Restrição de Produtos Químicos
(REACH) (Xiong et al., 2022). A avaliação da toxicidade de produtos químicos na água é
conduzida por meio de testes ecotoxicológicos utilizando organismos representativos
encontrados na água ou nos sedimentos de diferentes ambientes, como em água doce,
29
estuarinos e marinhos. Além disso, esses estudos permitem avaliar o impacto imediato
que esses poluentes exercem sobre as espécies nos corpos d'água. Nesses
experimentos, os organismos-teste são expostos a diferentes concentrações de amostra,
e em seguida são avaliados e quantificados os efeitos tóxicos que apresentaram
(Fitzgerald et al., 2021).
Os ensaios de toxicidade são classificados de acordo com os efeitos que os
organismos apresentam durante o tempo de exposição nos ensaios (Zhao et al., 2024),
podendo ser:
- Toxicidade Aguda: testes breves que examinam apenas uma parte do ciclo de vida
do organismo-teste. Geralmente, eles avaliam a mortalidade ou imobilidade dos
organismos, bem como seu impacto em reações bioquímicas e metabolismo, entre outros
fatores.
- Toxicidade Crônica: envolve testes de longo prazo com exposição prolongada, que
podem cobrir todo o ciclo de vida dos organismos-teste. Esses testes analisam efeitos
subletais, como reprodução, deformidades e crescimento. Os resultados obtidos em testes
de toxicidade crônica são geralmente expressos como Concentração Sem Efeito
Observado (CENO) ou Concentração com Efeito Observado (CEO), mas também podem
ser expressos como Concentração Efetiva 50% (CE50).
Conforme Krewski et al. (2020), as principais características dos organismos-teste
devem ser:
- Seletividade elevada aos contaminantes,
- Elevada disponibilidade e abundância,
- Uniformidade e estabilidade genética nas populações,
- Representatividade de seu nível trófico,
- Significado ambiental em relação à área de estudo,
- Ampla distribuição e importância comercial,
- Facilidade de cultivo e de adaptação às condições de laboratório,
- Espécies cuja fisiologia, genética e comportamento sejam bem compreendidos.
30
Em 1984, a Organização Internacional de Padronização (International Organization
for Standardization - ISO) introduziu o teste de toxicidade utilizando o zebrafish (Danio
rerio). Desde então, diversos países adotaram suas próprias regulamentações baseadas
nesse teste, como o padrão britânico BS/EN/ISO 7346-3-1998, o padrão alemão
DIN/EN/ISO 7346-3-1998 e o padrão chinês GB/T 13267-91. No Brasil, a Associação
Brasileira de Normas Técnicas (ABNT) estabeleceu, em 2016, o uso de duas espécies de
peixes da família Cyprinidae, o Pimephalis promelas e o zebrafish (NBR 15088:2016),
para avaliação da toxicidade aguda (Lopes-Ferreira et al., 2021).
A adoção de testes padronizados traz vantagens significativas, especialmente ao
permitir a escolha de testes uniformes e úteis para diversos laboratórios. Isso simplifica a
comparação de dados entre diferentes estudos, contribuindo para uma maior utilização
dos dados publicados, além de possibilitar a reprodução dos testes (Su et al., 2021). Para
experimentos de exposição aguda em zebrafish, uma abordagem comum consiste na
adição direta da substância-teste à água, permitindo a exposição de embriões ou larvas
recém-eclodidas. Outra estratégia empregada para exposição aguda é a microinjeção,
que permite a introdução direta do composto no embrião (Zhao et al., 2024)
O teste de toxicidade aguda em embriões de peixe, conhecido como Fish Embryo
Toxicity Test (FET), demonstra potencial para atender às exigências regulatórias
relacionadas à avaliação toxicológica de uma ampla variedade de compostos químicos
recentemente desenvolvidos (Xiong et al., 2022). Conforme estabelecido pelo Guia n. 236
da Organização para Cooperação e Desenvolvimento Econômico (OCDE), o ensaio
consiste na exposição de ovos recém-fertilizados a substâncias químicas por um período
de 96 horas, geralmente em placas de petri ou placas de 24 poços (OCDE, 2013). Além
disso, o uso do FET está alinhado com os princípios dos 3Rs – substituição, redução e
refinamento – que orientam práticas éticas na experimentação animal (Su et al., 2021).
Os peixes são um grupo parafilético adaptado a ambientes de água doce e marinha, com
mecanismos distintos para enfrentar diversas condições, como variações de temperatura,
pressão, pH, oxigênio dissolvido, matéria orgânica, salinidade e presença de outras
espécies. Essas adaptações não apenas garantem a sobrevivência desses animais, mas
também influenciam seu sucesso reprodutivo e a resiliência de suas espécies e
comunidades (Mariu et al., 2023). De acordo com Aldhamin et al. (2021), o uso de peixes
31
como bioindicadores da qualidade ambiental se dá pela sua sensibilidade aos efeitos dos
poluentes em baixas concentrações. Além disso, possuem capacidade de acumular
substâncias tóxicas, características estas que os distinguem como bioindicadores das
alterações do ambiente aquático (Hussain et al., 2018).
O protocolo original do teste FET, conforme estabelecido pela OCDE (2013), foi
desenvolvido com base em quatro desfechos morfológicos principais: coagulação do
embrião, ausência de formação de somitos, ausência de batimentos cardíacos e falha no
descolamento da cauda. Esses pontos finais foram escolhidos por estarem direta ou
indiretamente relacionados à mortalidade, por sua viabilidade em procedimentos de
triagem realizados por equipes técnicas treinadas e pela facilidade de documentação e
reporte dos resultados. No entanto, ao longo das últimas duas décadas, o embrião de
peixe-zebra consolidou-se como um modelo experimental altamente promissor e versátil.
Essa evolução impulsionou uma ampliação significativa do escopo do teste FET, levando
à incorporação de diversos outros desfechos ao protocolo original, incluindo parâmetros
morfológicos adicionais, bem como fisiológicos, bioquímicos e moleculares (von Hellfeld
et al., 2022).
Além dos critérios morfológicos padronizados utilizados para a avaliação da
toxicidade aguda no teste FET, é possível incorporar um conjunto abrangente de
desfechos adicionais de relevância ecotoxicológica por meio de pequenas adaptações no
protocolo (von Hellfeld et al., 2023). Essas modificações permitem a avaliação de efeitos
como teratogenicidade (Escher et al., 2022), desregulação endócrina (Yao et al., 2020),
indução de sistemas de biotransformação (Loerracher e Braunbeck, 2021) e
neurotoxicidade (Kämmer et al., 2022). Essas ampliações reforçam a versatilidade do
teste FET como uma ferramenta valiosa para a investigação de múltiplas vias de
toxicidade em ambientes aquáticos.
2.6 Zebrafish como espécie modelo
O zebrafish (Danio rerio) é um peixe teleósteo, pertencente à família Cyprinidae,
classe Actinopterygii, nativo do sudeste asiático (Fan et al., 2023). Esta espécie é
amplamente utilizada como um organismo-modelo em estudos de embriotoxicidade,
teratogenicidade, neurotoxicidade, genotoxicidade, estresse oxidativo e alterações
32
morfológicas e comportamentais devido a diversos fatores (Hong et al., 2024). Os estudos
realizados nesta espécie de peixe são de crescente importância para a avaliação de
possíveis consequências da exposição de vertebrados a diversos contaminantes
encontrados em águas superficiais.
Os peixes adultos (Figura 2) apresentam pequeno tamanho (3-4 cm), sendo possível
manter uma grande quantidade de animais em um pequeno espaço e sem a necessidade
de estrutura laboratorial de alta complexidade. Oferecem também ampla disponibilidade
de embriões, com fêmeas capazes de colocar centenas de ovos a cada evento
reprodutivo, que podem ocorrer mais de uma vez por semana (Hong et al., 2024). Além
disso, os animais possuem um curto tempo geracional, alcançando a maturidade
reprodutiva com três/quatro meses de vida (Brito et al., 2022). Além disso, o zebrafish têm
a vantagem de ser semelhante a muitos organismos aquáticos em termos de sensibilidade
a contaminantes (Su et al., 2021). Por todas essas características, o zebrafish se
apresenta como um modelo animal vantajoso em relação à questão de praticidade,
facilidade de manejo e viabilidade econômica dos estudos (Hong et al., 2024).
Figura 2. Fêmea de zebrafish (Danio rerio). Fonte: Autora (2025)
Seu processo de desenvolvimento (Figura 3) é bem conhecido e documentado, o
que proporciona uma grande eficiência às pesquisas (Bacila et al., 2021). Durante o
desenvolvimento embrionário do zebrafish, a fase de blástula se completa por volta das 2
horas pós-fertilização (hpf), e a formação dos principais sistemas orgânicos ocorre até
aproximadamente 48 hpf. A partir de 72 hpf, as larvas eclodem, permitindo a avaliação de
parâmetros como taxa de eclosão, mortalidade e presença de deformidades. Dessa forma,
33
a toxicidade aguda pode ser investigada com embriões a partir de 2 hpf ou em larvas
recém-eclodidas (Zhao et al., 2024).
Figura 3. Estágio do desenvolvimento do zebrafish ao longo das primeiras 144 horas pósfertilização (hpf). Fonte: Siebel (2015)
Além disso, a organização do sistema nervoso central (SNC), os processos
envolvidos na neurogênese e os mecanismos específicos de resposta a poluentes no
zebrafish apresentam notável similaridade com os observados em outros vertebrados (von
Hellfeld et al., 2023). As alterações morfológicas e comportamentais observadas em
zebrafish representam evidências macroscópicas diretas dos efeitos tóxicos decorrentes
da exposição a poluentes, refletindo respostas sistêmicas a estímulos internos e externos.
Essas características tornam a espécie um modelo experimental altamente eficaz para
estudos de neurotoxicidade (Lin et al., 2023). Ainda, o uso do zebrafish em substituição a
roedores em experimentos toxicológicos está em conformidade com os princípios dos 3Rs
— substituição, redução e refinamento — que visam promover o bem-estar animal na
pesquisa científica (von Hellfeld et al., 2023).
Durante os estágios iniciais de desenvolvimento, embriões e juvenis passam por
processos fundamentais, como a diferenciação celular e a organogênese, tornando-se
34
especialmente vulneráveis a substâncias tóxicas. Assim, a interferência de poluentes
nesses mecanismos pode resultar em anormalidades no desenvolvimento, que se
manifestam por meio de alterações morfológicas nesses estágios iniciais (Lin et al., 2023).
Além disso, os neurônios são particularmente sensíveis a agentes químicos exógenos,
bem como a condições de hipóxia e isquemia induzidas por tais substâncias, sendo, por
isso, alvos frequentes de compostos neurotóxicos (von Hellfeld et al., 2023). A exposição
a poluentes ambientais pode comprometer a transmissão sináptica entre neurônios, e
danos neuronais resultantes podem se refletir em alterações comportamentais nos
organismos expostos (Shaw et al., 2020).
O desenvolvimento do comportamento locomotor em embriões de zebrafish pode ser
avaliado até aproximadamente 48 horas pós-fertilização (hpf), por meio de contrações
espontâneas ou “ensaio de enrolamento” (von Hellfeld et al., 2023). Este ensaio tem sido
amplamente reconhecido como uma ferramenta eficaz para detectar efeitos neurotóxicos
em embriões (Basnet et al., 2019; Zindler et al., 2019). O comportamento, de forma geral,
é considerado um indicador sensível de toxicidade do desenvolvimento neurológico e de
disfunções cerebrais em particular (Vorhees et al., 2021).
A partir disso, o presente trabalho teve como objetivo geral avaliar os efeitos tóxicos
decorrentes da exposição de embriões de zebrafish ao inseticida SFX em sua forma pura
(i.a.) e a uma formulação comercial (Verter). Já como objetivos específicos: (1) investigar
parâmetros letais e não letais em embriões de zebrafish expostos ao i.a. SFX e de uma
formulação comercial, e (2) avaliar os impactos do i.a. SFX e de uma formulação comercial
sobre a cardiotoxicidade e a atividade neuromuscular espontânea nos embriões de
zebrafish.
REFERÊNCIAS
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42
3 ARTIGO
IMPACTOS DO INSETICIDA SULFOXAFLOR E DA SUA
FORMULAÇÃO COMERCIAL NO DESENVOLVIMENTO
EMBRIOLARVAL DO ZEBRAFISH
Resumo
O uso intensivo de agrotóxicos na agricultura moderna tem se consolidado como uma das
principais ameaças à biodiversidade aquática, especialmente em ecossistemas de alta
sensibilidade e riqueza biológica, como os encontrados em diversas regiões tropicais.
Entre esses compostos, o inseticida sulfoxaflor (SFX), introduzido recentemente no
mercado como alternativa aos neonicotinóides, tem despertado atenção pela sua ampla
aplicação, toxicidade em organismos não-alvo e pelo potencial para alcançar ambientes
aquáticos. Este estudo teve como objetivo avaliar os efeitos ecotoxicológicos do SFX,
tanto em sua forma pura/ingrediente ativo (i.a.) quanto em uma formulação comercial
(Verter, Corteva®), sobre o desenvolvimento embrionário e larval do zebrafish (Danio
rerio). O teste de embriotoxicidade foi realizada utilizando seis concentrações (0, 4, 4, 40,
400 e 4.000 µg/L) e com os devidos grupos controles, com base em valores de relevância
ambiental relatados e da LC50 desse composto, ao longo de 96h e com exposição s emiestática, sendo avaliados parâmetros letais, subletais, cardiotoxicidade, neurotoxicidade
e avaliação biométrica. Os resultados revelaram que, embora o ingrediente ativo puro não
tenha causado mortalidade significativa nem afetado a taxa de eclosão nas concentrações
testadas, foi detectada redução na frequência de contrações espontâneas e no número
de batimentos cardíacos a partir de 400 µg/L. Já o inseticida à base de SFX demonstrou
maior toxicidade, também induzindo alterações em parâmetros subletais, como o aumento
dos batimentos cardíacos desde as menores concentrações testadas, além de
neurotoxicidade e diversas alterações morfológicas. Contudo, em análise comparativa, os
resultados obtidos não indicaram diferenças significativas entre o ingrediente ativo puro e
a formulação comercial de SFX em relação aos biomarcadores avaliados. Essa ausência
de diferença sugere que, nas concentrações e condições testadas, os coadjuvantes
presentes no produto comercial não exerceram um efeito adicional detectável s obre os
43
parâmetros morfológicos e fisiológicos analisados em embriões e larvas de zebrafish. No
entanto, não se pode descartar a possibilidade de que efeitos mais sutis, cumulativos ou
tardios — não identificáveis pelos biomarcadores utilizados — tenham ocorrido. Essa
limitação destaca a necessidade de investigações complementares que incluam outras
abordagens, como análises moleculares, comportamentais pós-eclosão ou exposições
crônicas.
Palavras-chave:
Ecotoxicologia,
Biomarcadores.
Poluição
ambiental,
Agrotóxicos,
Peixes,
3.1 Introdução
As atividades domésticas, industriais e agrícolas são as principais responsáveis pela
poluição dos recursos hídricos (Landrigan et al., 2018). Com o crescimento populacional
e a previsão de 10 bilhões de pessoas até 2050, a agricultura tem intensificado o uso de
agroquímicos para aumentar a produtividade (Yadav et al., 2020). Estima-se que 64% das
terras agrícolas globais estejam contaminadas por agrotóxicos, com maior impacto em
regiões da Ásia, África, Europa e Américas, (Elumalai et al., 2025). O Brasil liderou o uso
desses produtos em 2021, com 720.000 toneladas aplicadas, sob um sistema regulatório
permissivo (FAO, 2023; Souza et al., 2023).
As formulações comerciais de agrotóxicos não são compostas apenas por
ingredientes ativos (i.a.) com ação biocida, mas também por diversas substâncias
adicionais rotuladas como “adjuvantes”, “aditivos” ou “coformulantes”, cuja função é
potencializar a eficácia do produto, aumentando a solubilidade, estabilidade, absorção e
penetração dos ingredientes ativos (Sehgal et al., 2024). De acordo com Van de Merwe
(2018), os agrotóxicos comerciais com os mesmos ingredientes ativos podem ter
diferenças de até 600 vezes em sua toxicidade devido aos aditivos presentes. Embora
considerados “inertes”, muitos desses co-formulantes podem ter atividade biológica
própria, podendo ser tão ou até mais tóxicos para seres humanos e organismos não-alvo
do que os próprios ingredientes ativos, além de apresentarem efeitos sinérgicos quando
combinados (Straw, 2024). A avaliação da toxicidade desses produtos, no entanto,
historicamente tem se restringido aos ingredientes ativos, desconsiderando os efeitos
44
potencialmente danosos dos aditivos e o comportamento ambiental das formulações como
um todo, o que compromete a precisão das estimativas de risco e a efetividade das
políticas de proteção ambiental e à saúde (Nagy et al., 2020).
Dentre os ingredientes ativos utilizados em inseticidas com potencial de
contaminação, destaca-se o sulfoxaflor (SFX) (CAS number: 946578-00-3), nome
designado para o composto químico metil(oxo){1-[6-(trifluorometil)−3-piridil]etil}-λ6sulfanilideno]cianamida, cuja fórmula química é C₁₀H₁₀F₃N₃OS, amplamente reconhecido
por sua eficácia no controle de insetos (Solomon et al., 2025). Esse composto,
desenvolvido pela Dow AgroSciences ®, é o primeiro inseticida comercializado da classe
das sulfoxaminas, e foi introduzido como solução para a crescente resistência de alguns
insetos sugadores de seiva, como pulgões, percevejos e cigarrinhas, a inseticidas
convencionais (Capela et al., 2022). O agrotóxico SFX é comercializado na forma de
concentrado em suspensão e grânulo dispersível em água, sendo aplicado principalmente
por pulverização foliar em diversas culturas, especialmente em culturas de arroz, vegetais
e árvores frutíferas (Malhat et al., 2024).
O SFX apresenta propriedades particulares, como baixa adsorção ao solo e
sedimentos, com coeficiente de sorção do solo (KD) de 0,103, alta solubilidade em água,
com uma solubilidade de 560 mg/L e um coeficiente de partição octanol-água de log
P=0,802 (Lewis et al. 2016), e uma meia-vida de aproximadamente 13 dias no solo
(Gauthier et al., 2021). Em ambientes aquáticos, sua persistência varia entre 37 e 88 dias,
sendo resistente à fotólise e à hidrólise tanto na água quanto no solo (Niesen et al., 2019).
Tais características aumentam seu potencial de contaminação em corpos d'água
superficiais e subterrâneos. Seu modo de ação baseia-se na interação agonista com os
receptores nicotínicos de acetilcolina (nAChRs), atuando como ativador desses receptores
(Zhu et al., 2011), agindo diretamente no sistema nervoso dos insetos, interferindo na
transmissão de impulsos nervosos e resultando em sua paralisia e morte (Sparks et al.,
2013).
No entanto, devido às suas características físico-químicas, também pode afetar
organismos não-alvos. Além disso, ainda são limitadas as informações sobre os níveis
seguros de resíduos de SFX em diferentes compartimentos hídricos, como na água
potável, superficial e subterrânea (Zhao et al., 2025). Isso se deve, em parte, ao fato de
45
que o SFX, assim como outros neonicotinóides recentemente introduzidos no mercado,
ainda não serem investigados e detectado nesses ambientes, refletindo uma lacuna nos
esforços de monitoramento ambiental (Łukaszewicz et al., 2023). No entanto, já foram
relatadas concentrações de até 400 µg/L de neonicotinoides em águas subterrâneas dos
Estados Unidos, da Índia, e da Suécia, o que ressalta o potencial risco ecotoxicológico
associado a esse grupo de inseticidas (Morrissey et al., 2015).
Dados recentes têm demonstrado os efeitos tóxicos do inseticida SFX em
organismos não-alvo. Em abelhas (Apis mellifera), uma concentração subletal de 26
ng/abelha do inseticida à base de SFX (Closer ®) afetou significativamente a capacidade
de retorno à colmeia (Capela et al., 2022). Em crustáceos (Carcinus maenas), após
exposição por até 7 dias ao inseticida comercial à base de SFX (Closer ®), foram
encontradas alterações comportamentais como redução da alimentação e aumento da
motricidade, além de maior peroxidação lipídica e redução da atividade da Glutationa STransferase (GST), indicando efeitos neurocomportamentais e estresse oxidativo
(Damasceno et al., 2021). Zhou et al. (2023) investigaram os efeitos do i.a. SFX em girinos
de Rana nigromaculata usando concentrações subletais 1/10 e 1/100 do LC₅₀ de 427,37
mg/L por 28 dias. Estes autores observaram estresse oxidativo, alterações nos níveis de
hormônios da tireoide e perturbação na expressão de genes relacionados à metamorfose,
sugerindo um efeito desregulador endócrino. Zhang et al. (2020) observaram que o i.a.
puro de SFX em concentrações de 0,5 e 1,0 mg/kg no solo causou estresse oxidativo em
minhocas (Eisenia fetida) com aumento de radicais livres, substâncias reativas ao ácido
tiobarbitúrico (TBARS) e alterações enzimáticas. Em embriões de zebrafish expostos ao
i.a. SFX nas concentrações de 0,87, 1,75 e 3,51 mg/L por 96 horas, foi observado aumento
significativo na atividade da acetilcolinesterase (AChE) no cérebro e nos músculos,
indicando potencial neurotoxicidade (Piner Benli e Çelik, 2021 (a)). Em outro estudo dos
mesmos autores, nas mesmas concentrações e tempos de exposição, foi constatado
estresse oxidativo nas brânquias, com aumento de glutationa reduzida (GSH), glutationa
peroxidase (GPx) e glutationa redutase (GR), redução de GST e TBARS, sugerindo
desregulação do sistema antioxidante e dano oxidativo (Piner Benli e Çelik, 2021b). Wang
et al. (2023) também expuseram embriões de zebrafish a i.a. SFX nas concentrações de
20, 25 e 30 mg/L por 72 horas, sendo encontrado aumento da mortalidade, retardo no
46
crescimento, redução de células imunes inatas e ativação da via TLR4/NF-κB, com
aumento na expressão de genes inflamatórios como IL-6, IL-1β e TNF-α, caracterizando
assim a ocorrência de embriotoxicidade e imunotoxicidade.
A avaliação da ecotoxicidade em organismos aquáticos tem se beneficiado
significativamente com o emprego de embriões de zebrafish, desde a implementação do
teste de toxicidade embrionário-larval do zebrafish, conhecidos como ZELT Test, pela
Organização para a Cooperação e Desenvolvimento Econômico (OECD, 2013),
considerado uma alternativa ética e eficiente para testes em peixes adultos. O ZELT test
permite uma avaliação ecotoxicológica do desenvolvimento do organismo desde a
embriogênese até a fase larval (OECD, 2013), sendo recomendado para avaliação de
toxicidade pela União Europeia, Diretiva 86/609/ECC (Comissão Europeia, 1986), o
regulamento de Registro, Avaliação, Autorização e Restrição de Produtos Químicos
(REACH) da União Europeia (Comissão Europeia, 2006) e diretiva 2010/63/UE (Comissão
Europeia, 2010).
Ainda, podem ser analisados outros biomarcadores, como as contrações
espontâneas observadas em torno de 24 hpf (horas pós-fertilização), que indicam
atividade neuronal e são sensíveis à neurotoxicidade, e a frequência dos batimentos
cardíacos, monitorada em 48 hpf, que tem sido amplamente usada para avaliar efeitos
cardiotóxicos de substâncias (Velki et al., 2017). Paralelamente, as análises
comportamentais vêm ganhando destaque como ferramentas sensíveis para detectar
efeitos subletais precoces (Hellou et al., 2011), especialmente em concentrações
ambientalmente relevantes. Dessa forma, o uso integrado de análises morfológicas,
fisiológicas e comportamentais fornece uma abordagem robusta e sensível para a
detecção de toxicidade ambiental em estágios iniciais do desenvolvimento (Michaelis et
al., 2024).
Neste contexto, este estudo utilizou embriões e larvas de zebrafish como sistema
modelo para investigar os potenciais efeitos ecotóxicos do agrotóxico à base de SFX
(Verter®), em comparação com seu i.a. puro. Para isso, foi avaliado um conjunto de
biomarcadores. Considerando que os aditivos presentes em formulações comerciais
podem potencializar os efeitos adversos do princípio ativo, a hipótese de que a formulação
comercial induz maior ecotoxicidade em comparação ao composto isolado foi testada. Ao
47
adotar essa abordagem comparativa, este estudo contribui com uma perspectiva mais
realista e abrangente sobre os riscos ambientais associados ao uso desse inseticida em
ecossistemas aquáticos.
3.2 Materiais e métodos
3.2.1 Animais e coleta dos embriões de zebrafish
Zebrafish adultos da linha AB (6-12 meses) foram criados no biotério da Faculdade
de Medicina de Botucatu (UNESP) e mantidos em um sistema de recirculação contendo
água reconstituída (ISO, 1993), sob condições controladas. A água foi mantida a 27 ± 1°C,
com pH 7,0 ± 0,5, oxigênio dissolvido em torno de 6 mg/L e ciclo claro/escuro de 14/10 h.
Os animais foram alimentados três vezes ao dia com uma dieta composta por ração seca
(Maramar ® Tropical Granules, Lima, Peru; Alcon® Spirulina, Genebra, Suíça) e alimento
vivo (náuplios de Artemia salina, Maramar ®).
Para a coleta dos embriões, machos e fêmeas foram colocados no final da tarde em
tanques de desova, na proporção de 2:1, em quintuplicata, sendo mantidos nessas
condições até a manhã seguinte. A desova ocorreu espontaneamente, e os ovos foram
coletados, lavados com água destilada para a remoção de impurezas e transferidos para
placas de petri contendo água reconstituída. Em seguida, os ovos fertilizados com até 3
horas pós-fertilização (hpf) foram selecionados sob microscópio invertido (AE2000,
Motic®, Barcelona, Espanha). Embriões não fertilizados, coagulados ou inviáveis foram
descartados de acordo com as boas práticas laboratoriais e as diretrizes do Conselho
Nacional de Controle de Experimentação Animal (CONCEA). O experimento foi conduzido
de acordo com o protocolo aprovado pelo Comitê de Ética no Uso de Animais (CEUA),
sob o número 1469200524.
3.2.2 Teste toxicidade embrio-larval com zebrafish (ZELT)
O ZET foi conduzido conforme o Guia n. 239 - Teste de embriotoxicidade aguda com
embriões de peixes da Organização para a Cooperação e Desenvolvimento Econômico
(OECD, 2013). Para a exposição, os embriões de zebrafish recém-fertilizados (até 3hpf)
foram alocados individualmente em placas de 24 poços (KASVI ®). Foram utilizados 20
48
embriões por tratamento, por repetição experimental (em triplicata, n=3), conforme
indicado pela OECD. O delineamento experimental incluiu um controle negativo contendo
apenas água reconstituída (ISO, 1993) e um controle positivo com 4 mg/L de 3,4dicloroanilina (3,4-DCA) (OECD, 2013), bem como dois grupos de tratamentos, o primeiro
com o ingrediente ativo (i.a.) SFX (CAS number: 946578-00-3, AccuStandard ®, P-1133N,
lote: 33160-01), e o segundo com o inseticida à base de SFX, Verter ® (240,0 g/L)
(Corteva®, lote: CO2101S152). Foi feito uma solução estoque com 100 mg/L para cada
composto e então armazenado em vidro âmbar à 4º C.
Para as exposições foram testados seis tratamentos de ambos os compostos a 0,4,
4, 40, 400 e 4.000 µg/L, diluídos em água reconstituída. Tais concentrações foram
determinadas baseadas nas concentrações de relevância ambiental de neonicotinoides,
grupo no qual o SFX foi proposto para substituir, que foi detectado no monitoramento de
águas subterrâneas em até 400 μg/L (Morrissey et al., 2015). Isso se dá uma vez que o
SFX ainda não foi detectado em águas superficiais e subterrâneas, assim como outros
neonicotinóides recentemente introduzidos no mercado (Łukaszewicz et al., 2023). A
maior concentração (4.000 μg/L) foram baseadas na LC50 (96h) do i.a. puro de SFX em
zebrafish adulto, que corresponde a 35,1 mg/L (Benli e Çelik, 2021a).
As placas contendo os embriões foram mantidas em incubadora sob temperatura
controlada (27 ± 1°C) e fotoperíodo de 14 horas de luz e 10 horas de escuro por 96 horas,
com renovação de todos os tratamentos a cada 24h (exposição semi-estática). Ao longo
de toda a exposição, todos os embriões/larvas foram analisados diariamente (24, 48, 72
e 96h) com o auxílio do microscópio (Leica DM 750) acoplado à câmera LEICA ICC50W
e software Leica Application Suite V4, a fim de avaliar a mortalidade, eclosão e alterações
morfológicas. A mortalidade dos embriões foi considerada a partir de quatro possíveis
resultados, conforme normas da OCDE (2013): a) Coagulação dos embriões; b) Ausência
de somitos; c) Não desprendimento da cauda; d) Ausência de batimento cardíaco.
Os parâmetros não letais avaliados incluíram a taxa de eclosão em diferentes
períodos do desenvolvimento embrionário (24, 48, 72 e 96h). Ainda, diariamente foram
analisados os efeitos teratogênicos, como a presença de escoliose, raquitismo, edemas,
deformação do vitelo, alteração na pigmentação, conforme Beekhuijzen et al. (2015).
49
3.2.3. Avaliação de atividade neuromuscular espontânea e
cardiotoxicidade
A taxa de contrações espontâneas por minuto (n min⁻¹) em embriões com 26–28 hpf,
após 24 horas de exposição, foi mensurada com o auxílio de uma lupa Opticam Opzts
T1A, e utilizada como indicador da neurotoxicidade. Esse parâmetro subletal é
considerado um biomarcador sensível e adequado para a avaliação de neurotoxicidade,
uma vez que está relacionado a alterações locomotoras observadas no período póseclosão (Krzykwa et al., 2019; Selderslaghs et al., 2010).
A frequência cardíaca por minuto (bpm) em embriões com 48–52 hpf, após 48 horas
de exposição, foi mensurada utilizando um microscópio óptico (Leica DM 750) acoplado à
câmera Leica ICC50 HD e ao software Leica Application Suite V4.12, com o objetivo de
avaliar a cardiotoxicidade das amostras, como descrito por Hoage et al. (2012).
3.2.4. Análise morfométrica
Após 96 horas de exposição, foi realizada a eutanásia das larvas com benzocaína
(0,1%) para a captura das fotos. Foram fotografados 10 animais de cada tratamento, nas
posições dorsal e lateral. A análise morfométrica das larvas foi realizada utilizando um
microscópio acoplado a um sistema de captura de imagens (Leica Application Suit e
V4.12), sendo as medições realizadas no software ImageJ. Os parâmetros morfométricos
foram organizados em três categorias: (i) sensorial: diâmetro ocular; (ii) fisiológico:
diâmetro da bexiga natatória, do saco vitelino e do saco pericárdico; (iii) estrutural
esquelético: altura, largura e comprimento total, conforme metodologia descrita por Ribeiro
et al. (2020).
3.2.5. Análise estatística
Os dados adquiridos para os parâmetros avaliados foram inicialmente agrupados por
tratamento e analisados utilizando os softwares GraphPad Prism 7 ® e R. A normalidade e
a homogeneidade das variâncias foram verificadas por meio do teste de Shapiro-Wilk.
Uma vez que os dados não apresentaram distribuição normal, utilizou-se o teste não
paramétrico de Kruskal-Wallis. Para explorar os padrões globais de resposta e
50
similaridade entre os tratamentos, também foram realizadas análise de componentes
principais (PCA) e o cálculo do Índice Integrado de Biomarcadores (IBR). Os resultados
foram expressos como média ± desvio padrão.
A análise PCA foi realizada a partir no software R com uso da matriz contendo
exclusivamente as variáveis numéricas do experimento, que correspondem às diferentes
concentrações testadas (0,4; 4; 40; 400; 4000). Essas variáveis foram previamente
padronizadas (média = 0, desvio-padrão = 1), de modo a garantir comparabilidade entre
escalas distintas. A PCA permitiu avaliar a distribuição dos grupos formados pelas
combinações de biomarcadores e tipos de tratamento (i.a. puro e a formulação comercial
à base de SFX) no espaço multivariado. Para testar diferenças estatísticas entre os
grupos, foi aplicada uma análise de variância permutacional multivariada (PERMANOVA),
utilizando a distância euclidiana e 999 permutações. Essa análise foi realizada
separadamente para cada biomarcador, tendo o tipo de tratamento como fator fixo. Além
disso, comparações univariadas foram conduzidas por meio do teste de Wilcoxon para
cada variável numérica entre os dois tratamentos.
O índice IBR foi calculado conforme proposto por Sanchez et al. (2013). Inicialmente,
para cada concentração testada e para cada biomarcador, foi calculada a razão entre o
valor médio observado no grupo exposto (Xi) e a média correspondente no grupo controle
(X0), resultando na razão Yi = Xi/X0. Para reduzir a variância, os valores foram
transformados por logaritmo natural: Yi = log(Xi/X0). Em seguida, foi calculada a média
geral e o desvio-padrão de todos os valores Yi para a respectiva concentração, permitindo
a padronização por meio do escore-Z: Zi = (Yi − μ)/σ. O mesmo procedimento foi aplicado
aos dados do grupo controle (Z0), permitindo o cálculo do índice de desvio do biomarcador
(A) como A = Zi − Z0. O valor absoluto desse desvio foi então somado entre todos os
biomarcadores para estimar o IBR por concentração: IBR = Σ|A|.
3.3 Resultados
3.3.1 Teste toxicidade embrio-larval com zebrafish (ZELT)
A taxa de mortalidade nos embriões e larvas de zebrafish observada nos grupos
controles negativo e positivo após 96 horas alcançou valores dentro do esperado,
validando assim o teste ZET realizado. Os resultados indicaram que não houve diferença
51
significativa na mortalidade entre os grupos tratados com o i.a. puro de SFX e o grupo
controle negativo (CN) (Figura 1A). De maneira semelhante, os embriões expostos ao
inseticida à base de SFX também não apresentaram aumento significativo na taxa de
mortalidade (Figura 1A). Em relação à taxa de eclosão dos embriões expostos ao i.a. puro
de SFX (Figura 1B) não diferiu estatisticamente do grupo controle. Nos grupos expostos
ao inseticida à base de SFX, apenas foi detectado redução na taxa de eclosão para a
maior concentração testada em comparação com o grupo CN (p < 0,01) (Figura 1B).
Figura 1. Efeitos de diferentes concentrações do i.a. SFX e do inseticida à base de SFX
nas taxas de mortalidade (A) e eclosão (B) de embriões de zebrafish até 96 horas pós fecundação (hpf), bem como nos grupos controle negativo (CN) e controle positivo (CP).
Os dados estão apresentados como média ± média do erro padrão. As letras minúsculas
indicam diferença estatística entre todos os tratamentos de cada composto avaliado (p <
0,05), enquanto as letras maiúsculas indicam diferença estatística entre os compostos i.a.
SFX e ao inseticida à base de SFX.
3.3.2 Atividade neuromuscular espontânea
Os embriões expostos ao i.a. puro de SFX apresentaram uma redução significativa
na frequência de contrações espontâneas em comparação com o grupo controle negativo
após 24 horas de exposição, com efeito observado nas concentrações a partir de 40 µg/L.
Resultados semelhantes foram observados nos embriões expostos ao inseticida à base
de SFX com uma redução na frequência de contrações espontâneas a partir de 4 µg/L,
52
porém com uma redução mais acentuada nas duas maiores concentrações testadas (400
e 4.000 µg/L) quando comparado com o controle negativo (p < 0,0001; Figura 2).
Figura 2. Efeitos de diferentes concentrações do i.a. SFX e do inseticida à base de SFX
na taxa de contração espontânea de embriões de zebrafish até 96 horas pós-fecundação
(hpf), bem como nos grupos controle negativo (CN) e controle positivo (CP). Os dados
estão apresentados como média ± média do erro padrão. As letras minúsculas indicam
diferença estatística entre todos os tratamentos de cada composto avaliado (p < 0,05),
enquanto as letras maiúsculas indicam diferença estatística entre os compostos i.a. SFX
e ao inseticida à base de SFX.
3.3.3 Cardiotoxicidade
Enquanto os embriões do controle negativo apresentaram uma frequência cardíaca
média de 132,1 batimento min-¹ após 48h de exposição, os embriões expostos aos
tratamentos com i.a. puro de SFX nas concentrações de 40 a 400 µg/L apresentaram
redução da frequência cardíaca (braquicardia), com as médias 128,9, 126,7 e 120,7
batimento min-¹, respectivamente. Entretanto, o contrário foi observado nos embriões
expostos ao inseticida à base de SFX, em que todas as concentrações da formulação
comercial promoveram um aumento da frequência cardíaca. Na menor concentração (0,4
µg/L), observou-se um aumento moderado na frequência de batimentos em relação ao
controle negativo, ao passo que nas demais concentrações as alterações foram mais
acentuadas (Figura 3).
53
Figura 3. Efeitos de diferentes concentrações do i.a. SFX e do inseticida à base de SFX
na taxa de batimento cardíaco de embriões de zebrafish até 96 horas pós-fecundação
(hpf), bem como nos grupos controle negativo (CN) e controle positivo (CP). Os dados
estão apresentados como média ± média do erro padrão. As letras minúsculas indicam
diferença estatística entre todos os tratamentos de cada composto avaliado (p < 0,05),
enquanto as letras maiúsculas indicam diferença estatística entre os compostos i.a. SFX
e ao inseticida à base de SFX.
3.3.4 Alterações morfológicas e morfométricas
A análise da frequência de teratogênese em embriões e larvas de zebrafish mostrou
que tanto o i.a. puro de SFX quanto sua formulação comercial induziram alterações
morfológicas. No caso do i.a. de SFX (Tabela 1), observou-se um aumento progressivo
na incidência de edemas no saco pericárdico e no saco vitelínico com o aumento das
concentrações (Figura 4), sendo os valores mais elevados registrados na concentração
mais alta (4.000 µg/L). Deformações do vitelo e curvaturas das larvas também foram
observadas em concentrações elevadas, embora sem diferença estatística significativa.
Para o inseticida à base de SFX, alterações foram registradas em mais parâmetros,
incluindo edema pericárdico, curvatura corporal, coluna e cabeça. No entanto, a diferença
estatística significativa entre as concentrações foi observada apenas para o edema do
saco pericárdico, variando de 0,4 µg/L (2 ± 0) até 4.000 µg/L (8,33 ± 0,57). Alterações na
curvatura e em outros parâmetros foram registradas, mas não atingiram significância
estatística entre as concentrações. Os dados estão apresentados como média ± erro
54
padrão da média, sendo que as letras minúsculas indicam diferença estatística em relação
ao grupo controle (p < 0,05), enquanto as letras maiúsculas indicam diferença entre o i.a.
puro e o inseticida à base de SFX.
Tabela 1. Efeitos de diferentes concentrações do i.a. SFX e do inseticida à base de SFX
na frequência de alterações morfológicas em embriões e larvas até 96 horas pósfecundação (hpf), bem como nos grupos controle negativo (CN) e controle positivo (CP).
Os dados estão apresentados como média ± média do erro padrão. As letras minúsculas
indicam diferença estatística entre todos os tratamentos de cada composto avaliado (p <
0,05), enquanto as letras maiúsculas indicam diferença estatística entre os compostos i.a.
SFX e ao inseticida à base de SFX.
i.a. SFX
Inseticida SFX
Tratamento
(µg/L)
Edema
pericárdico
Edema
vitelínico
Deformação do
vitelo
Alteração na
coluna
Alteração
na cabeça
CN
0,33±0,57 aA
0 aA
0 aA
0 aA
0 aA
CP
11±1 bA
4,33±1,15 aA
0,33±0,57 aA
2,66±1,15aA
0 aA
0,4
0,33±0,57aA
0 aA
0 aA
0,33±0,57aA
0 aA
4
0 aA
0 aA
0 aA
0 aA
0 aA
40
0 aA
0,33±0,57 aA
0 aA
0 aA
0 aA
400
0,33±0,57 aA
0,33±0,57 aA
0 aA
0 aA
0 aA
4000
1,33±0,57 aA
1,33±1,52 aA
0 aA
1 aA
0 aA
CN
0,66±0,57 aA
0 aA
0 aA
0 aA
0 aA
CP
10,66±0,57 bA
4,33±1,15 aA
0,33 ±0,57 aA
2,66 ±1,15 aA
0,33 ±0,57 aA
0,4
2±0 abA
0,33±0,57 aA
0 aA
0,33 ±0,57 aA
0 aA
4
1,5±0,7 abA
0,33±0,57 aA
0,33 ±0 aA
0,66 ±0,57 aA
0 aA
40
2,66±2,08 abA
0,33±0,57 aA
0 aA
0,33 ±0,57 aA
0,33 ±0,57 aA
400
5,66±2,08 abA
0,33±0,57 aA
0,33 ±0,57 aA
0,66 ±1,15 aA
0 aA
4000
6,66±1,15 abA
2±1 aA
0 aA
0,66 ±0,57 aA
0,33 ±0,57 aA
55
56
Figura 4. Alterações morfológicas observadas em embriões (48 hpf) e larvas (96 hpf) de
zebrafish expostas a diferentes concentrações de i.a. SFX e do inseticida à base de SFX,
bem como dos grupos controle negativo (CN) e controle positivo (CP) por 96h. Barra de
escala: 500μm
A análise morfométrica das larvas de zebrafish expostas ao i.a. SFX revelou
alterações em alguns parâmetros avaliados. O comprimento total (Figura 5A), a área dos
olhos (Figura 5D), a altura da cabeça (Figura 5B) e a largura da cabeça (Figura 5E) não
apresentaram alterações significativas em nenhuma das concentrações testadas do i.a.
SFX. No entanto, observou-se aumento significativo da área da bexiga natatória na
concentração de 400 µg/L (Figura 5C). A área do saco pericárdico também apresentou
aumento significativo com o i.a. SFX na concentração de 400 µg/L (Figura 5F). Em
contraste, os embriões expostos à formulação comercial à base de SFX apresentaram
alterações morfométricas mais intensas e frequentes. A área da bexiga natatória (Figura
5C) se mostrou aumentada na concentração de 400 µg/L. Já a área do saco vitelínico
(Figura 5G) apresentou um aumento a partir de 4 µg/L até 4.000 µg/L, com efeitos mais
pronunciados nas concentrações mais altas, sendo o mesmo padrão observado para a
área do saco pericárdico (Figura 5F). Além disso, a largura da cabeça (Figura 5E)
apresentou aumento significativo nas concentrações de 40 e 400 µg/L, efeito não
observado para o i.a. SFX.
57
58
Figura 5. Efeitos de diferentes concentrações de i.a. SFX e do inseticida à base de SFX
em diferentes parâmetros morfométricos avaliados nas larvas de zebrafish, bem como aos
grupos controle negativo e controle positivo (3,4-dicloroanilina – DCA) por 96h. Os dados
estão apresentados como média ± média do erro padrão. As letras minúsculas indicam
diferença estatística entre todos os tratamentos de cada composto avaliado (p < 0,05),
enquanto as letras maiúsculas indicam diferença estatística entre os compostos i.a. SFX
e ao inseticida à base de SFX.
3.3.5. Análise de componente principal
A fim de identificar padrões de agrupamento entre os diferentes desfechos
analisados, foi realizada uma Análise de Componentes Principais (PCA) com os
parâmetros morfológicos e fisiológicos avaliados em embriões de zebrafish expostos ao
i.a. puro e ao inseticida à base de SFX (Figura 6). A análise revelou que os dois primeiros
componentes principais explicaram 99,9% da variância total dos dados, sendo 99,8%
atribuídos ao PC1 e 0,1% ao PC2. Com base na projeção dos pontos médios dos
tratamentos, observou-se uma clara separação entre os grupos expostos ao i.a. puro e à
inseticida à base de SFX ao longo do eixo PC1. Os dados referentes aos diferentes
biomarcadores apresentaram distribuição diferenciada entre os tratamentos, indicando
padrões distintos de resposta entre as duas substâncias testadas.
59
Figura 6. Análise de componentes principais (PCA) do i.a. SFX e do inseticida à base de
SFX, com base na resposta de múltiplos biomarcadores (atividade neuromuscular
espontânea, cardiotoxicidade, mortalidade, eclosão e morfometria).
3.3.6 Índice de biomarcadores (IBR)
Os gráficos do IBR apresentados para embriões expostos ao SFX em formulação
comercial (linha vermelha) e com i.a. SFX (linha azul), em diferentes concentrações (0,4;
4; 40; 400 e 4.000 µg/L), considerando como referência o controle negativo (água
reconstituída). Os valores de IBR variaram de 0,28 ± 1,32 a 0,48 ± 1,11 para a formulação
comercial e de 0,11 ± 0,46 a 0,28 ± 0,69 para o composto puro. A resposta dos
biomarcadores apresenta variações entre os parâmetros analisados, com maior
contribuição para o aumento do IBR observada em variáveis como eclosão, batimento
cardíaco, diâmetro do saco pericárdico e largura da cabeça, especialmente no tratamento
com a formulação comercial.
60
Figura 7. Índice Integrado de Biomarcadores (IBR) obtidos a partir de múltiplos
biomarcadores avaliados ao longo do desenvolvimento embriolarval de zebrafish expostos
ao i.a. SFX (linha azul) e ao inseticida à base de SFX (linha vermelha), baseados nas
concentrações de 0,0 (controle negativo). Os valores de IBR (média ± desvio padrão)
estão apresentados abaixo de cada gráfico.
4. Discussão
O inseticida sulfoxaflor (SFX) foi introduzido no mercado como uma alternativa aos
neonicotinoides tradicionais devido à sua eficácia no controle de pragas resistentes. O seu
modo de ação baseia-se na interação agonista com os receptores nicotínicos de
acetilcolina (nAChRs), atuando como ativador desses receptores (Zhu et al., 2011),
interferindo diretamente no sistema nervoso dos insetos e assim na transmissão de
impulsos nervosos e resultando em sua paralisia e morte (Sparks et al., 2013). Apesar de
seu uso crescente, ainda são limitados os dados sobre seus efeitos ecotoxicológicos em
peixes, especialmente durante as fases iniciais do ciclo de vida deste grupo.
Os resultados obtidos no presente estudo demonstram que o i.a. SFX e a formulação
do inseticida à base de SFX (Verter ®) testado exercem diferentes padrões de toxicidade
ao longo do desenvolvimento embrio-larval do zebrafish, visto que o inseticida à base de
SFX apresentou um maior potencial na indução de alterações subletais nas concentrações
mais altas, tais como alterações morfológicas e morfométricas. Estudos prévios já
demonstraram
que
formulações
comerciais
de
agrotóxicos,
incluindo
outros
neonicotinóides, tendem a apresentar toxicidade significativamente maior em organismos
aquáticos do que seus ingredientes ativos isolados (Santos et al., 2021; Pisa et al., 2021;
Da Cuña et al., 2020). Isso ocorre porque essas formulações contêm aditivos, como
61
solventes, surfactantes e co-formulantes, que frequentemente não são divulgados pelos
fabricantes, sob a justificativa de segredo industrial (Mesnage e Antoniou, 2018; Cox e
Surgan, 2020). Tais aditivos podem modificar os processos de absorção, metabolismo,
toxicidade e eliminação do princípio ativo nos organismos expostos, aumentando seu
potencial tóxico (Mesnage et al., 2021).
Nas concentrações testadas no presente estudo, ambos os compostos não
causaram letalidade nos embriões, diferindo do estudo de Wang et al. (2023) em que
embriões de zebrafish expostos por 72h a concentrações de 20, 25 e 30 mg/L de i.a. SFX
apresentaram aumento da taxa de mortalidade. Entretanto, uma redução na taxa de
eclosão dos embriões expostos à maior concentração do inseticida à base de SFX foi
detectada, indicando que a eclosão do córion e liberação da larva foram comprometidos,
semelhante aos resultados de Wang et al. (2023). O rompimento do córion em embriões
de zebrafish é um processo crucial para a eclosão, que ocorre geralmente entre 48 e 72
hpf. Esse processo envolve a secreção de enzimas, como a metaloproteinase de matriz
13 (MMP13), que degradam componentes estruturais do córion (Small et al., 2020),
facilitando sua ruptura. Fatores ambientais podem impactar significativamente esse
processo, obstruindo os poros do córion (Duan et al., 2020) ou causando desregulação na
expressão de proteínas essenciais para esse processo (Vasamsetti et al., 2023),
resultando em falhas na eclosão. Essa interferência na taxa de eclosão indica que a
contaminação dos ambientes aquáticos pela formulação comercial do SFX pode
representar um risco ambiental relevante, reforçando a importância da avaliação de outros
parâmetros subletais, os quais podem demonstraram maior sensibilidade na detecção de
efeitos adversos (Reinwald et al., 2022).
Somado a isso, estudos prévios com outros inseticidas neonicotinoides têm
demonstrado causar efeitos significativos no desenvolvimento embrionário de diversos
organismos aquáticos, resultando em aumento da letalidade e redução nas taxas de
eclosão. Por exemplo, a exposição de embriões de bagre africano (Clarias gariepinus) ao
Imidacloprido nas concentrações de 10, 30, 100 e 500 µg/L por 72h causou uma
diminuição significativa na taxa de eclosão, além de efeitos teratogênicos como ruptura
do saco vitelino e edema pericárdico (Alarape et al., 2023). No caso do zebrafish, foi
observado que a exposição crônica dos embriões ao imidacloprido, em concentrações
62
ambientalmente relevantes de 0,15 e 1,5 µg/L por um período de 5 dias, induziu a eclosão
precoce (Xu et al., 2024). Esse efeito pode comprometer a sobrevivência das larvas por
expô-las
mais cedo a condições
ambientais
adversas, resultando em maior
vulnerabilidade durante os estágios iniciais de vida (Stinson et al., 2023).
A análise do número de contrações espontâneas em embriões de zebrafish tem sido
utilizada como indicador de atividade neuromotora, servindo como um teste sensível para
avaliar potenciais efeitos neurotóxicos dos compostos testados (Krzykwa et al., 2019;
Selderslaghs et al., 2010). As contrações espontâneas foram quantificadas em embriões
por volta das 24 hpf, o qual é período crítico para o desenvolvimento inicial do sistema
nervoso (Pinheiro-da-Silva et al., 2021). No presente estudo foi detectado uma redução
na frequência de movimentos espontâneos para ambos os compostos avaliados. Esse
padrão indica um potencial comprometimento do desenvolvimento neuromuscular nos
embriões, afetando tanto a formação do sistema nervoso central quanto a inervação e
funcionamento da musculatura esquelética (Xuereb et al., 2009). As alterações mais
pronunciadas com a exposição ao inseticida à base de SFX sugerem ainda que os aditivos
presentes podem potencializar os efeitos do ingrediente ativo, contribuindo para uma
maior toxicidade. Apesar de não haver outros estudos avaliando as contrações
espontâneas em embriões de zebrafish após a exposição com o SFX, estudos com outros
neonicotinóides, como o Acetamiprido e o Imidacloprido puros, a partir da concentração
de 50 µM, também causou reduções significativas na duração média dos surtos de
movimento e na frequência de contrações espontâneas por minuto (von Hellfeld et al.,
2022), semelhante ao observado para o SFX.
A redução do número de contrações espontâneas detectadas em nosso estudo
corrobora os achados de Deng et al. (2022), os quais demonstraram que o i.a. SFX em
concentrações de 1 e 10 mg/L causa uma redução na atividade da acetilcolinesterase. De
maneira oposta a Piner Benli et al. (2021), o quais observaram um aumento na atividade
da enzima acetilcolinesterase (AChE) em adultos de zebrafish expostos ao inseticida à
base de SFX, Transform 500 WG ® (50% ingrediente ativo SFX). Os autores relataram que
concentrações equivalentes a 0,87, 1,75 e 3,51 mg/L provocaram aumento na atividade
da AChE tanto no encéfalo quanto no tecido muscular, com elevações variando entre 10
– 83% e 19 – 79%, respectivamente, apontando para um efeito neuroestimulante induzido
63
pelo inseticida. Considerando que a AChE desempenha papel essencial na regulação da
transmissão colinérgica, sua desregulação pode comprometer o funcionamento do
sistema nervoso central e periférico dos organismos aquáticos (Ren et al., 2017). Embora
nosso estudo não avaliou a atividade da AChE, nossos dados reforçam a hipótese de que
o SFX promove neurotoxicidade ao longo do desenvolvimento embrio-larval dos peixes,
evidenciando potenciais riscos à integridade neurológica de espécies não alvo em
ecossistemas aquáticos. Essa constatação é particularmente relevante do ponto de vista
ecológico, pois alterações neurocomportamentais podem afetar diretamente funções vitais
como a natação, alimentação, fuga de predadores e reprodução, com implicações para a
conservação da biodiversidade aquática (Ren et al., 2017).
De modo geral, os neonicotinóides também têm sido associados a efeitos
cardiotóxicos significativos em organismos aquáticos, especialmente durante os estágios
embrionários. Em embriões de medaka (Oryzias latipes), a exposição ao composto
neonicotinóide 6-cloro-3-piridilmetilamina (CPC) puro em concentrações de 10 a 20 mg/L
resultou em formação de trombos, atraso no desenvolvimento e parada cardíaca. Esses
efeitos foram observados entre o 4º e o 7º dia de exposição, com a frequência cardíaca
reduzida para 32 batimentos por 20 segundos em comparação aos 38,7 batimentos no
grupo controle, indicando comprometimento da função cardíaca (Kai et al., 2023). Em
embriões de zebrafish, o acetamiprido puro demonstrou causar diminuição da frequência
cardíaca em concentrações de 107, 537 e 760 ppm, avaliadas em 48, 60 e 72 horas pósfertilização. Além disso, foram observadas malformações como edema pericárdico e
curvatura da coluna vertebral, com a concentração efetiva média para malformações
(EC₅₀) estimada em 323 ppm (Malhotra et al., 2021). No presente trabalho, a frequência
de batimentos cardíacos (bpm) foi registrada em embriões com aproximadamente 48 hpf,
etapa em que o coração já se encontra funcionalmente ativo e sensível a alterações
fisiológicas (Boonruangkan et al., 2021). Foi verificado que o i.a. SFX induziu braquicardia,
sendo esta mais pronunciada nas concentrações mais elevadas, ao passo que o inseticida
à base de SFX provocou taquicardia, a partir de 0,4 µg/L. Esses dados sugerem que
enquanto o ingrediente ativo isolado compromete diretamente a função cardíaca, os
aditivos presentes na formulação comercial podem interferir de maneira distinta na
64
fisiologia cardiovascular, o que reforça a necessidade de avaliação diferenciada entre
ingredientes puros e produtos formulados.
As alterações morfológicas observadas frente a exposição ao i.a. de SFX e à
formulação comercial, como os edemas pericárdico e vitelínico, são reconhecidas como
biomarcadores
clássicos
de
toxicidade cardiovascular
e
comprometimento
na
osmorregulação ou na permeabilidade vascular em embriões de zebrafish (Incardona et
al., 2016). Tais edemas, caracterizados como um acúmulo de fluidos em espaços
extracelulares, podem prejudicar funções essenciais, como a oxigenação tecidual,
comprometendo a sobrevivência dos organismos no ambiente aquático (Incardona et al.,
2016). Além disso, a curvatura da medula espinhal, particularmente evidente nas altas
concentrações do inseticida à base de SFX, sugere potenciais efeitos neurotóxicos ou
perturbações no desenvolvimento musculoesquelético, que podem limitar a mobilidade e
a capacidade de predação pós-eclosão (Li et al., 2022). Esse conjunto de parâmetros
subletais indicam que o i.a. de SFX interfere pontualmente em processos fisiológicos
críticos, afetando estruturas associadas à flutuação, circulação e nutrição, ainda que sem
causar um padrão amplo de teratogênese. Em contraste, o inseticida à base de SFX
apresentou maior frequência e tipos de alterações morfológicas, mesmo em
concentrações mais baixas, apontando para um maior potencial teratogênico, o que
também pode estar relacionado aos efeitos sinérgicos dos aditivos presentes na
formulação comercial de agrotóxicos (Mesnage et al., 2014; Mesnage e Antoniou, 2017).
Essas alterações também são vistas em outros inseticidas, tal como o Metomil, um
inseticida com potencial neurotóxico semelhante ao SFX, já foi analisado que a sua
formulação comercial (BrilhanteBR ®; Ourofino Química LTDA), testada nas concentrações
0,5; 1,0; 2,2; 4,8; 10,6; e 23,3 mg/L em larvas de zebrafish por 144 hpf, também
demonstram efeitos morfológicos significativos, com redução no comprimento corporal, na
distância interocular nas duas maiores concentrações, na área ocular, e na área da bexiga
natatória, além dos desvios na coluna vertebral nas três maiores concentrações,
demonstrando efeitos teratogênicos dose-dependentes da formulação de metomil
(Jablonski et al., 2022), assim como acontece no SFX.
Embora o i.a. de SFX tenha causado alterações específicas — como o aumento da
área da bexiga natatória, do saco pericárdico e do saco vitelínico em concentrações mais
65
elevadas — o inseticida à base de SFX induziu um espectro mais amplo e uma maior
frequência de alterações, inclusive em concentrações mais baixas. Deformidades do saco
vitelínico e edema pericárdico são indicadores comuns de cardiotoxicidade e absorção
prejudicada de nutrientes em peixes, frequentemente associados ao estresse oxidativo e
vias metabólicas interrompidas (Yang et al., 2023). A ocorrência precoce de edemas e
malformações morfológicas, como o aumento da largura da cabeça e curvaturas
espinhais, evidencia que os aditivos presentes no inseticida podem potencializar ou
modificar os efeitos tóxicos do SFX, à medida que as alterações nos sacos vitelínico e
pericárdico apontam para disfunções circulatórias, osmóticas e linfáticas durante o
desenvolvimento embrionário (Zhang et al., 2019; Lee et al., 2020). Além disso, Piner Benli
et al. (2021b) observaram que a exposição de zebrafish adultos por 96h em um sistema
estático com concentrações subletais do inseticida à base de SFX 500 WG ® (50% p/p
ingrediente ativo) (0,87; 1,75 e 3,51 mg/L), sem distinção entre fêmeas e machos, levou à
indução do sistema antioxidante relacionado ao glutationa (GSH), com aumento dos níveis
de GSH, GPx e GR, e redução da atividade da GST nas brânquias de zebrafish, além de
aumento nos níveis de TBARS, indicando peroxidação lipídica e, portanto, estresse
oxidativo. Esses achados evidenciam que mesmo em níveis que não afetam diretamente
a sobrevivência, o SFX pode provocar respostas celulares e moleculares significativas,
com potencial para afetar o desenvolvimento, a imunocompetência e a integridade
fisiológica de organismos aquáticos.
Outros estudos também já analisaram comparativamente a toxicidade de
ingredientes ativos com as formulações comerciais de agrotóxicos. Por exemplo, Cossi et
al. (2020) evidenciaram que a formulação comercial do neonicotinóide Acetamiprido
(Assail® 70) apresentou toxicidade significativamente maior sobre o molusco aquático
Biomphalaria straminea do que o ingrediente ativo isolado, evidenciando efeitos mais
intensos nos sistemas de defesa antioxidante e metabolismo celular (Cossi et al., 2020).
Uma revisão sistemática conduzida por Nagy et al. (2019) analisou 36 estudos e concluiu
que, em 24 deles, as formulações comerciais foram mais tóxicas que seus ingredientes
ativos, sendo essa maior toxicidade atribuída principalmente aos adjuvantes presentes
nas misturas. Além disso, Van de Merwe et al. (2018) demonstraram que agrotóxicos
domésticos comerciais apresentaram toxicidade até 600 vezes maior do que os
66
ingredientes ativos isolados, reforçando que os aditivos desempenham papel central no
aumento dos impactos ambientais desses compostos.
Dentre as análises comparativas realizadas no presente estudo, a análise de
componentes principais (PCA) apresentada demonstrou que o primeiro componente
(PC1) explicou praticamente toda a variação dos dados (99,8%), enquanto o segundo
componente (PC2) contribuiu de forma marginal (0,1%). A separação observada ao longo
do PC1 indica que os grupos experimentais diferem principalmente em função das
respostas dos biomarcadores associadas às diferentes concentrações e tipos de
exposição ao SFX. Nota-se que as amostras do controle negativo se posicionam de forma
distinta das expostas ao inseticida, refletindo menor variação e proximidade entre os
biomarcadores avaliados. Entre os tratamentos, a formulação comercial e o composto
puro apresentaram padrões de resposta parcialmente sobrepostos, embora com
deslocamentos que sugerem diferenças sutis na magnitude e direção das alterações. As
variáveis como eclosão, diâmetro do olho e contração espontânea mostraram maior
contribuição para a separação dos grupos, evidenciando que essas respostas biológicas
foram determinantes para a diferenciação entre os tratamentos.
Já na análise do Índice Integrado de Biomarcadores (IBR) evidenciou que, em todas
as concentrações testadas, a formulação comercial do SFX apresentou valores superiores
aos observados para o composto puro, sugerindo que a presença de adjuvantes
potencializa os efeitos tóxicos do inseticida. Esse padrão indica que, embora ambos os
tratamentos promovam alterações biológicas detectáveis, a formulação comercial exerce
maior influência sobre a resposta integrada dos biomarcadores, mesmo em concentrações
relativamente baixas. Entre os parâmetros analisados, destacam-se a eclosão, o
batimento cardíaco, o diâmetro do saco pericárdico e a largura da cabeça como principais
contribuintes para o aumento do IBR, refletindo impactos em processos-chave do
desenvolvimento embrionário.
Por fim, este estudo representa, até onde se tem conhecimento, a primeira
abordagem experimental que compara diretamente os efeitos do ingrediente ativo puro do
SFX e sua formulação comercial em embriões e larvas de zebrafish, com base em um
conjunto integrado de biomarcadores morfológicos e fisiológicos. Enquanto pesquisas
anteriores se concentraram exclusivamente no ingrediente ativo isolado, esta investigação
67
incorpora uma perspectiva mais realista ao considerar os aditivos presentes nas
formulações comerciais, os quais podem modificar significativamente a toxicidade do
composto. A análise simultânea de parâmetros como letalidade, teratogênese,
cardiotoxicidade, atividade neuromuscular e comportamento locomotor permite uma
compreensão mais abrangente dos riscos potenciais associados à exposição ambiental
ao SFX. Os resultados abordados no presente estudo apontam que a formulação
comercial do SFX apresentou maior toxicidade em comparação ao composto puro,
independentemente da concentração testada. Além disso, o i.a. SFX e o inseticida à base
de SFX representam um risco potencial para organismos aquáticos, sobretudo quando
considerados os efeitos sobre diversos parâmetros subletais avaliados ao longo do
desenvolvimento embrio-larval de zebrafish.
O presente estudo reforça a necessidade de regulamentações que avaliem a
toxicidade dos produtos comerciais na íntegra, e não apenas de seus ingredientes ativos,
em consonância com abordagens de avaliação de risco mais realistas (Mesnage et al.,
2014; Mesnage e Antoniou, 2017) com o emprego de concentrações de relevância
ambiental, bem como reforça a necessidade de monitoramento das concentrações de SFX
em ambientes aquáticos e solos de áreas próximas às lavouras.
5. Conclusão
Este estudo demonstrou que tanto o sulfoxaflor (SFX) em sua forma pura quanto a
formulação comercial Verter® provocaram efeitos ecotoxicológicos significativos no
desenvolvimento de embriões e larvas de zebrafish. Os resultados obtidos demonstram
que a formulação comercial do SFX apresenta maior toxicidade quando comparada ao i.a.
puro, evidenciada por valores mais elevados de IBR e por maior afastamento do grupo
controle na análise de PCA. Além disso, enquanto o i.a. puro foi associado a alterações
morfométricas pontuais, a formulação comercial resultou em múltiplas alterações
morfológicas e morfométricas, além do potencial efeito neurotóxico e cardiotóxico mais
pronunciado. Os resultados reforçam a importância de avaliar não apenas os i.a. isolados,
mas também as formulações comerciais completas, uma vez que os aditivos presentes
podem potencializar os efeitos tóxicos, com implicações ecotoxicológicas significativas
para organismos aquáticos.
68
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